Agron. Mesoam. 27(2):397-408. 2016
ISSN 2215-3608 doi: http://dx.doi.org/10.15517/am.v27i2.24390
COMUNICACIÓN CORTA
APLICACIÓN DE BIORREGULADORES PARA LA MACRO-PROPAGACIÓN DEL BANANO CV. WILLIAMS EN CÁMARA TÉRMICA1
Galo Cedeño-García2, Hugo Soplín-Villacorta3, Solomón Helfgott-Lerner3, George Cedeño-García4, Ignacio Sotomayor-Herrera5
RESUMEN
Aplicación de biorreguladores para la macro-propagación del banano cv. Williams en cámara térmica. El objetivo de este trabajo fue evaluar la respuesta prolífica de cormos de banano cv. Williams a la aplicación de 6-bencilaminopurina (6-BAP) y un bioestimulante a base de extracto de algas, en condiciones de cámara térmica. En la granja experimental “La Teodomira” de la Universidad Técnica de Manabí, Ecuador, se realizó una investigación desde noviembre del 2013 a abril del 2014. Los tratamientos fueron 6-bencilaminopurina (6-BAP) en concentraciones de 0, 20, 40 y 80 mg/l, y un bioestimulante a base de extractos de algas en dosis de 0, 20, 40 y 80 ml/cormo. La bencilaminopurina fue aplicada en el cormo, y el bioestimulante fue aplicado en drench. El diseño utilizado fue bloques completos al azar con tratamiento factorial A x B, donde los factores fueron 6-BAP y el bioestimulante, los tratamientos, fueron replicados cuatro veces, para un total de 64 unidades experimentales. Se detectaron diferencias significativas (p≤0,0001) para el factor 6-BAP, donde la mayor tasa de multiplicación fue alcanzada con la concentración de 40 mg/l con 47,28 plántulas/cormo. No hubo diferencias significativas (p≥0,9167) para el bioestimulante, ni para la interacción 6-BAP x bioestimulante (p≥0,3789). Se evidenció la formación de tejido calloso a partir de los brotes de primera generación (R1). Con la concentración de 80 mg/l de 6-BAP, se observó la presencia de plántulas anormales, en mayor proporción en las que provenían de tejido calloso.
Palabras clave: musáceas, citocininas, organogénesis in vivo.
ABSTRACT
Application of bioregulators for banana cv. Williams macro-propagation under thermal chamber. The objective of this research was to evaluate the prolific response of corms of banana cv. Williams to the application of 6-Benzylaminopurine (6-BAP) and a biostimulant based on algae extract, under thermal chamber conditions. The trial was carried out from November 2013 to April 2014 at “La Teodomira” experimental farm of the Technical University of Manabí in Ecuador. The treatments were 6-benzylaminopurine (6-BAP) at concentrations of 0, 20, 40, and 80 mg/l, and a biostimulant based on algae extract at doses of 0, 20, 40, and 80 ml/corm. Benzylaminopurine was applied in the corm and the biostimulant was applied in drench. The design used was a randomized complete block with A x B factorial treatment where 6-BAP and the biostimulant were the factors; the treatments were replicated four times, for a total of 64 experimental units. Significant differences (p≤0.0001) were detected for 6-BAP factor where the higher multiplication rate was obtained at the concentration of 40 mg/l with 47.28 plantlets/corm. There were no significant differences (p≥0.9167) neither for the biostimulant nor for the 6-BAP x biostimulant interaction (p≥0.3789). Callus tissue formation was evident from first generation (R1) sprouts. At the concentration of 80 mg/l of 6-BAP, the presence of abnormal plantlets, especially coming from callus tissue, was observed.
Keywords: musaceae, cytokinins, in vivo organogenesis.
1 Recibido: 25 de junio, 2015. Aceptado: 9 de setiembre, 2015. Parte del trabajo de graduación del primer autor para optar el grado de Magister Scientiae en Producción Agrícola. Universidad Nacional Agraria La Molina. Campus La Molina, Lima, Perú.
2 Escuela Superior Politécnica Agropecuaria de Manabí – Manuel Félix López (ESPAM-MFL), Carrera de Agrícola. Calceta, Ecuador. alex.musaespam@gmail.com
3 Universidad Nacional Agraria La Molina, Departamento de Fitotecnia, Lima, Perú. Apartado 12-056. husovi@lamolina.edu.pe, shelfgott@lamolina.edu.pe
4 Universidad Técnica de Manabí, Departamento de Agronomía. Portoviejo, Ecuador. Apartado 82. gacedeno@utm.edu.ec
5 Universidad Técnica Estatal de Quevedo (UTEQ), Facultad de Ciencias Agrarias. Quevedo, Ecuador. i.sotomayor@uteq.edu.ec
INTRODUCCIÓN
Ecuador es el principal exportador mundial de banano (Musa AAA Simmonds.), con un área de cultivo cercana a las 220 000 ha, las cuales representan el 10% de la superficie agrícola del país. Alrededor de 55 000 has están en manos de pequeños productores con plantaciones menores a 30 ha y recursos económicos limitados (PRO ECUADOR, 2013). En los últimos diez años, se ha registrado un incremento del 20% de nuevas áreas de cultivo, así como la renovación de plantaciones, que demandan un abastecimiento constante de material de siembra de calidad, requisito indispensables para el éxito de una nueva plantación (Soto, 2006; Armijos, 2008).
El material de siembra más utilizado en banano es el proveniente de cultivo de tejidos, que garantiza mayor sanidad, homogeneidad, vigor, precocidad y altos rendimientos. Sin embargo, el uso de vitroplantas supone un alto costo que limita la adquisición por pequeños productores con reducidas áreas de cultivo y escasos recursos (Njukwe et al., 2007; Hanumantharaya et al., 2009; Mugo et al., 2013). La obtención de material de siembra vía regeneración natural, no es la mejor opción para establecer nuevas plantaciones, dada la influencia negativa de plagas y patógenos que se trasmiten por medio de este, lo que reduce su calidad, y repercute en el posterior desempeño del cultivo, mermando significativamente el rendimiento y la rentabilidad que conlleva al desaliento del productor (Soto, 2006; Ngo-Samnick, 2011).
Una limitante de la regeneración natural en banano, es la escasa disponibilidad del material de siembra y las bajas tasas de multiplicación, debido a la dominancia hormonal que ejerce la planta madre sobre los hijuelos, inhibiendo la activación y desarrollo de yemas laterales (Soto, 2008; Singh et al., 2011). La obtención de plántulas de banano a través de la técnica de macro-propagación es una alternativa a la falta de recursos económicos para la adquisición de vitroplantas y una respuesta a la limitante que representa el uso de plantas provenientes de la regeneración natural (trasmisión de plagas y bajas tasas de multiplicación) por lo que se considera una técnica intermedia entre regeneración natural y micro-propagación (Njau et al., 2011b).
Trabajos recientes donde se comparó el potencial productivo en campo de diferentes materiales de siembra, demuestran que para el establecimiento de banano para exportación es preferible el uso de vitroplantas, sin embargo, para el mercado local o incluso para exportación cuando haya limitación de acceder a vitroplantas, el uso de hijuelos de agua es una alternativa, pues han demostrado buen potencial productivo siempre y cuando se tome en cuenta su estado sanitario, en especial que estén libres de nematodos (Vargas y Araya, 2010). De manera similar en plátano se demostró que el hijo de agua sería una alternativa de siembra que puede originar plantaciones homogéneas algo similares que los hijos espada (Vargas, 2015).
Los problemas fitosanitarios comúnmente trasmitidos por semillas en banano son: moko (Ralstonia solanacearum raza 2), pudrición acuosa (Dickeya (Erwinia) chrysanthemi), marchitez bacteriana (Xanthomonas campestris pv. musacearum), mal de panamá (Fusarium oxysporum fsp. cubense raza tropical 4), picudo negro (Cosmopolites sordidus), nematodos (Radopholus similis, Pratylenchus spp., Helicotylenchus multicinctus y Meloidogyne spp.) y virus como el Banana Streak Virus (BSV), Cucumber Mosaic Virus (CMV), Banana Bunchy Top Virus (BBTV) y Banana Bract Mosaic Virus (BBrMV). Por lo tanto, la selección del material de siembra y la elección de un método apropiado de propagación, son prioritarios para el inicio del cultivo (Njukwe et al., 2007; Njau et al., 2011a, 2011b; Singh et al., 2011; Alarcón y Jiménez, 2012; Álvarez et al., 2013a).
La macro-propagación se basa en la decapitación e inhibición de la dominancia apical de cormos o fragmentos para estimular el desarrollo de yemas laterales y aumentar la tasa de multiplicación. La tecnología puede ser implementada directamente en campo (in situ) o en propagadores (ex situ) donde el uso de cámaras de crecimiento con alta temperatura (termoterapia) y humedad, garantiza una rápida brotación de yemas y limpieza del material de siembra (Singh et al., 2011; Álvarez et al., 2013b). Además, el uso de sustratos adecuados y biorreguladores ayudan a dar mejores condiciones de crecimiento y sanidad a los rizomas tratados, así como también potencializar su tasa de multiplicación (Manzur, 2001; Njukwe et al., 2007).
Las técnicas de macro-propagación en banano y plátano son diversas, donde se encuentran resultados variables, atribuidos al uso de biorreguladores y cámaras de crecimiento. Las primeras experiencias de macro-propagación ex situ fueron las desarrolladas por Hamilton (1965) y Adelaja (1995), quienes reportaron hasta 150 y 800 plántulas por cormo, respectivamente, al inhibir la dominancia apical del rizoma y sus rebrotes. Técnicas similares son las reportadas por Bakelana y Mpanda (2000) y Aguilar et al. (2004), donde el uso de invernaderos, sustratos e inhibición de la dominancia apical son el factor común.
La técnica PIF (Plants issus de fragments de tiges) o plantas derivadas de fragmentos de rizoma por sus siglas en francés, es actualmente, la técnica de macro-propagación ex situ más difundida por centros de investigacionesón a nivel mundial (CARBAB, IITA, CIAT), sobre todo en zonas productoras de África (Tomekpe et al., 2011), donde la técnica PIF permite obtener gran cantidad de plántulas en un periodo de tres a cuatro meses (Kwa, 2003; Amougou, 2012). Otra técnica muy similar a la PIF es la denominada PIBS (plants issus de bourgeons secondaires) o plantas derivadas de brotes secundarios por sus siglas en francés, la cual al igual que la PIF permite obtener gran abundancia de plántulas en un corto periodo de tiempo, aunque se ha determinado que el potencial prolífico varía con cada cultivar (Dzomeku et al., 2014). Por su parte, la aplicación de biorreguladores sintéticos como la 6-bencilaminopurina potencializa la técnica PIF al obtener mayor cantidad de plántulas tanto en invernadero como en campo (Manzur, 2001; Langford et al., 2012; Kindimba y Msogoya, 2014). De la misma forma, el biorregulador conocido como tidiazurun (TDZ) que manifiesta un efecto similar a las citocininas, se utiliza con frecuencia en la propagación in vivo de musáceas (Pereira et al., 2001; Msogoya y Mwakisitu, 2014).
Recientemente, el uso de cámaras térmicas ha sido sugerido como medio de limpieza del material de siembra en musáceas, donde las altas temperaturas alcanzadas (50 – 70 °C), garantizan la limpieza fitosanitaria de las semillas a través de la termoterapia (Rodríguez et al., 2013). La termoterapia es eficaz en la eliminación de virus, debido a que estos se degradan a temperaturas por debajo del umbral térmico soportado por las plantas (Lassois et al., 2013; Panattoni et al., 2013). La temperatura y humedad en el interior de la cámara térmica garantiza una semilla libre de plagas y patógenos, así como también mayor tasa de multiplicación (Álvarez et al., 2013b; Dzomeku et al., 2014).
El efecto de biorreguladores naturales en la proliferación de musáceas, ha sido demostrado en varios trabajos in vivo e in vitro. En un trabajo donde se sumergieron cormos de plátano en una solución a base de vermicompost, se obtuvo mayor brotación y número de yemas en comparación al tratamiento testigo (Tremont et al., 2006). En otro caso, se obtuvieron tasas de multiplicación muy cercanas a las obtenidas con 6-BAP y ácido indolacético (AIA), al utilizar los bioestimulantes Bioestan y BB-6 como sustitutos de hormonas en la micro-propagación del plátano (Héctor et al., 2007). Resultados similares fueron reportados por Ohemeng (2013), al estimular yemas in vivo de cormos de banano tratados con agua de coco, como fuente natural de sustancias biorreguladoras. Dada la escasa información que se tiene en Ecuador acerca de técnicas de macro-propagación de musáceas en cámara térmica, el objetivo de este trabajo fue evaluar la respuesta prolífica de cormos de banano cv. Williams a la aplicación 6-bencilaminopurina y un bioestimulante a base de extractos de algas en cámara térmica.
MATERIALES Y MÉTODOS
Localización y características climáticas
El estudio se realizó de noviembre del 2013 a abril del 2014 en la Granja Experimental “La Teodomira” perteneciente a la Universidad Técnica de Manabí, ubicada en Lodana, provincia de Manabí, Ecuador. El área experimental se localizó a 47 msnm, en las coordenadas geográficas 01º 12› 25› S y 80º 23› 14› O, con temperatura media anual de 26 °C y precipitación media anual de 685 mm.
Material vegetal
Para el experimento se utilizaron cormos del cultivar de banano Williams perteneciente al subgrupo Cavendish.
Se seleccionaron cormos a partir de hijos espada de 1 a 1,5 m de altura, los cuales fueron extraídos de parcelas establecidas con plantas meristemáticas con antelación al ensayo, tal como lo sugieren Álvarez et al. (2013b). Posteriormente, los cormos fueron separados de su pseudotallo mediante un corte transversal y posteriormente se realizó la limpieza a través de la extracción de las vainas y corteza externa que recubre al cormo, hasta quedar completamente blancos con sus yemas expuestas, con la finalidad de remover restos biológicos de plagas y patógenos, y de estimular una rápida brotación. Posteriormente fueron desinfectados en una solución insecticida/nematicida compuesta por oxamil (metil N’N’-dimetil-N-[(metilcarbamoil)-oxi]-1-tiooxamimidato) de formulación comercial líquida a dosis de 13 ml por cada diez litros de agua, sumergiéndolos por un tiempo mínimo de veinte minutos tal como lo sugieren Díaz et al. (2007). Finalmente, el meristemo apical fue retirado con la ayuda de un cuchillo, dejando una cavidad de 4 cm de profundidad donde fueron aplicados los tratamientos con 6-BAP, según la metodología descrita por Manzur (2001).
Cámara térmica
La cámara térmica se construyó con materiales de la zona (caña guadua y madera), con dimensiones de 9 x 18 x 2,5 m de ancho, largo y alto, respectivamente, y cubierta con plástico térmico trasparente de 0,6 mm de espesor, con aditivos anti-UV. Este tipo de plástico es utilizado en agricultura protegida, dada su capacidad de almacenar y retener el calor durante la noche u horas frías, puesto que reduce la pérdida de calor al tener impregnado aditivos térmicos (Serrano, 2011; Juárez et al., 2011). En el interior de la cámara se colocaron bolsas de polietileno color negro de 15 x 18 pulgadas, previamente llenadas con sustrato compuesto por suelo-arena-compost en una relación de volumen 4:3:3. Una vez aplicados los tratamientos, se sembraron los cormos a poca profundidad para que las yemas quedaran expuestas sobre el nivel del sustrato, y así facilitar la inhibición de la dominancia apical de los brotes primarios (R1).
Tratamientos y diseño experimental
Los tratamientos aplicados fueron: 6-bencilaminopurina (6-BAP) en concentraciones de 0, 20, 40 y 80 mg/l, y un bioestimulante a base de extractos de algas en dosis de 0, 20, 40 y 80 ml/cormo. El diseño utilizado fue el de bloques completos al azar con tratamiento factorial 4 x 4, donde los factores fueron 6-BAP y el bioestimulante a base de extractos de algas, con cuatro niveles cada uno. La combinación de estos factores produjo un total de dieciséis tratamientos, los cuales fueron replicados cuatro veces, con un total de 64 unidades experimentales. Cada unidad experimental fue conformada por cuatro cormos.
Aplicación de tratamientos y manejo del ensayo
Las concentraciones de 6-bencilaminopurina (6-BAP) fueron aplicadas a razón de 4 ml/cormo, en la cavidad producto de la extracción del meristemo apical. Seguidamente, los cormos fueron dejados bajo sombra fuera de la cámara térmica por veinticuatro horas, con la finalidad de que la solución hormonal se infiltre al interior del cormo, y evitar la degradación del reactivo por alta temperatura e insolación. Pasadas las veinticuatro horas, los cormos fueron introducidos a la cámara térmica. Las dosis del bioestimulante fueron aplicadas en drench (alrededor del cormo), a los quince días después de la siembra en cámara térmica, cuando emergieron las primeras raíces.
Se realizaron cuatro aplicaciones del bioestimulante cada cuatro semanas, las que coincidieron con la fertilización. Finalmente, cuando los brotes de primera generación (R1) alcanzaron una altura de 25 cm, fueron decapitados y su meristemo apical fue removido para inducir la formación de callos y yemas adventicias. Se realizó un total de cuatro cosechas mensuales de plántulas a partir de los 50 días después de la siembra.
El riego se efectuó diariamente con un sistema de goteo, que consistió de cintas de riego colocadas superficialmente a lo largo de las camas formadas por los cormos, donde se instaló dos goteros por cada uno. El control de malezas se hizo manualmente. El fertilizante se adicionó cada cuatro semanas con un fertilizante compuesto soluble en dosis de 10 g/cormo, cuya composición fue 12% de N, 19% de P2O5, 18% de K2O, 2,7% de MgO, 20% de SO4, 0,02% de Mn, 0,015% de B, 0,2% de Fe y 0,02% de Zn.
Variables, registro y análisis de datos
El registro de datos para evaluar los efectos de los tratamientos, se hizo a través de las variables: días a la brotación (DB), número de brotes primarios (NR1), número de brotes primarios que formaron callo (NR1C), número de plántulas provenientes de callo (NPC), número de plántulas adventicias (NPA) y tasa de multiplicación total (TM).
Se registró los días a la brotación (DB) desde el momento de la siembra hasta la presencia de un brote bien diferenciado. El número de brotes primarios (NR1) se hizo contabilizando el total de brotes producidos en cada cormo. El número de brotes primarios que formaron callos (NR1C) se determinó contabilizando el número de brotes primarios (NR1) que formaron tejido calloso. Las variables número de plántulas provenientes de callo (NPC) y adventicias (NPA) se determinaron al final del experimento, contabilizando el total de cada tipo de planta producida por cormo. Se consideró plantas de callo a las que se formaron a partir de masas callosas como producto de la remoción del ápice del brote primario R1 (Figura 1), y plantas adventicias a las que se formaron directamente del cuerpo del brote primario R1 (Figura 2).
Finalmente, la tasa de multiplicación (TM) se determinó al final del experimento contabilizando la cantidad total de plántulas producidas en cada cormo evaluado, empleando la siguiente fórmula:
TM = N° de plántulas totales (adventicias + procedentes de callo)
N° de cormos iniciales
El análisis de varianza (ANOVA) se hizo con el paquete estadístico SAS, versión 9.1 (SAS Institute, 2004). La comparación de medias se realizó con la prueba de Tukey al 5%.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Las variables días a la brotación, número de brotes R1 y número de brotes R1 que formaron callo (DB, NR1 y NR1C), mostraron diferencias significativas similares entre las concentraciones de 6-bencilaminopurina (p≤0,0001) (Cuadro 1), mientras que no hubo diferencias (p≥0,6337; p≥0,2118; p≥0,5196) para las dosis del bioestimulante y la respectiva interacción (p≥0,9300; p≥0,1908; p≥0,7125) de las respectivas variables (Cuadro 1). Esto indica la independencia de los efectos de las concentraciones de 6-BAP con respecto a los niveles del bioestimulante. Los resultados demuestran el efecto de las citocininas sobre la mayor proliferación de brotes R1 y formación de tejido calloso, así como menor tiempo de brotación.
Los resultados obtenidos con 40 mg/l de 6-BAP, son similares a los reportados por Pereira et al. (2001) quienes obtuvieron mayor número de brotes R1/cormo y menor tiempo de brotación, con la concentración de 30 mg/l de la mezcla (6-BAP + tidiazuron) en banano cv. Maça. Por su parte, Cachignia el al. (2008) obtuvieron resultados similares con la misma concentración de 6-BAP (30 mg/l) en banano cv. Valery. Por otra parte, los resultados difieren a los obtenidos por Dayarani et al. (2013) y Kindimba y Msogoya (2014) quienes reportan menor tiempo de brotación y mayor cantidad de brotes R1/cormo con concentraciones menores de 6-BAP en cultivares de banano y plátano macro-propagados, las mismas que fluctuaron entre 1,5 a 6 mg/l. Así mismo, Langford et al. (2012) y Msogoya y Mwakisitu (2014) reportan un efecto significativo de la 6-BAP y tidiazuron (TDZ) a bajas concentraciones, sobre la brotación y número de brotes R1/cormo en cultivares de banano y plátano.
Las diferencias quizás se deban a la forma como fue aplicada la hormona, puesto que Kindimba y Msogoya (2014), Msogoya y Mwakisitu (2014), Langford et al. (2012) y Dayarani et al. (2013) sometieron los cormos a remojo por doce horas, 30 y 20 minutos, respectivamente, en las diferentes concentraciones de Tidiazurun (TDZ) y 6-BAP, mientras que en el presente estudio, al igual que los realizados por Pereira et al. (2001) y Cachignia et al. (2008), el reactivo fue aplicado en la cavidad dejada por la extirpación del meristemo apical. Es probable que para bananos del subgrupo Cavendish dentro de la cámara térmica se necesiten mayores concentraciones de citocininas debido a altas temperaturas, en Arabidopsis thaliana, los contenidos endógenos de citocininas tienden a disminuir con temperaturas extremas (Todorova et al., 2005). En la Figura 3, se muestra el comportamiento de la temperatura y humedad relativa dentro de la cámara térmica.
El escaso efecto del bioestimulante sobre las variables evaluadas, quizás se deba a las altas temperaturas en el interior de la cámara térmica, donde la mayor parte del día se mantuvo por encima de los 40 °C (Figura 3). Por lo tanto, la absorción por las raíces de los nutrientes orgánicos aportados con el bioestimulante, pudo verse seriamente comprometida a causa del estrés térmico (temperaturas mayores a 40 °C. Las altas temperaturas afectan la estabilidad de las membranas, al incrementar la fluidez de los lípidos, modificar su estructura y composición, así como la pérdida de iones (Taíz y Zeiger, 2010).
Varios autores reportan que altas temperaturas del suelo afectan la actividad enzimática, la división y elongación celular de raíces, oxidación de compuestos fenólicos en la epidermis y la cantidad de proteínas que integran la membrana radical, los cuales pueden limitar directa e indirectamente la absorción de agua y nutrientes (McMichael y Burke, 2002; Mathers, 2003; Wahid et al., 2007; Falah et al., 2010; Hao et al., 2012; Huang et al., 2012; Giri, 2012). Otra razón que pudo influir en los resultados obtenidos con el bioestimulante evaluado, fue que los cormos fueron colocados en bolsas de polietileno negras, las cuales incrementaron la temperatura del sustrato al absorber mayor radiación, dada la escasa capacidad reflectora del color negro. Se ha confirmado que contenedores de color oscuro incrementan la temperatura de los sustratos, y por ende afectan la funcionalidad de las raíces (Mathers et al., 2007; Markham et al., 2011).
El número de plantas de callo, adventicias y tasa de multiplicación (NPC, NPA y TM), mostraron diferencias significativas similares entre las concentraciones de 6-BAP (p≤0,0001) (Cuadro 2), mientras que no se presentó diferencias para las dosis del bioestimulante (p≥0,9190; p≥0,9143; p≥0,9167) y la respectiva interacción 6-BAP x bioestimulante (p≥0,7988; p≥0,1728; p≥0,3789) en ninguna de las variables (Cuadro 2). Los resultados muestran un claro efecto de 6-BAP sobre la mayor producción de plantas de callo, adventicias y tasa de multiplicación, donde la dosis de 40 mg/l de 6-BAP produjo los mejores resultados, los que son similares a los reportados por Manzur (2001) quien obtuvo 150 plántulas de plátano FHIA-20 a partir de un solo cormo, con la misma concentración de 6-BAP.
El tratamiento con 6-BAP fue un método efectivo para elevar la tasa de multiplicación en bananos y plátanos macro-propagados, lo cual ha sido demostrado por varios autores con diferentes cultivares y varias concentraciones de 6-BAP y otros biorreguladores con efecto hormonal similar a las citocininas (Osei, 2006; Kindimba y Msogoya, 2014; Msogoya y Mwakisitu, 2014). En este contexto, Osei (2006) y Ohemeng (2013), obtuvieron tasas de multiplicación muy similares a las alcanzadas en este estudio, al utilizar agua de coco como fuente natural de citocininas. En nuestro estudio, fue posible alcanzar hasta 47 plantas/cormo con la concentración de 40 mg/l de 6-BAP, lo cual significó un mayor porcentaje de plántulas con respecto al tratamiento testigo sin 6-BAP (Figura 4). Por el contario, con la dosis de 80 mg/l la producción de plántulas decreció respecto a 40 mg/l, aunque superior a la aplicación de 20 mg/l de 6-BAP y al testigo.
Independientemente de la concentración de 6-BAP utilizada, su influencia sobre la mayor tasa de multiplicación con respecto al tratamiento testigo, quizás esté en función del contenido endógeno de citocininas que alcanzaron los cormos tratados con 6-BAP, lo cual resultó en un balance hormonal favorable a la citocinina. Una relación baja auxina/citocinina favorece la formación de brotes vegetativos (caulogénesis), mientras que una relación contraria, favorable a las auxinas, inducirá la formación de raíces (rizogénesis). Esta teoría fue propuesta por Skoog en 1957, y en la actualidad, es la más aceptada para explicar el control hormonal de la organogénesis (Salisbury y Ross, 2000; Azcón y Talón, 2008; Taíz y Zeiger, 2010; Ying-Hua et al., 2011).
El papel fundamental que ejercen las citocininas sintéticas (6-BAP, BA, TDZ, kinetina, zeatina, etc.), es romper la dominancia apical gobernada por las auxinas, liberando así las yemas o meristemos laterales de la dormancia. Por lo tanto, el incremento de las citocininas da inicio a un sinnúmero de eventos en cadena que conllevan a una mayor actividad celular de los meristemos, incrementando la tasa de división celular que da origen a la regeneración de nuevos puntos meristemáticos, ya sea por organogénesis directa (yemas adventicias) o vía organogénesis indirecta (callos) (Pernisová et al., 2009; Ying-Hua et al., 2011; Müller y Leyser, 2011). Por otra parte, se ha reportado mayor formación de puntos meristemáticos, yemas adventicias y callos en explantes de banano y plátano, con adición de citocininas sintéticas (Gómez et al., 1995; García et al., 2002; García et al., 2006; Colmenares y Giménez, 2007; López, 2010; Dharaneeswara et al., 2014).
En este estudio se observó la formación de callos y plantas anormales con la concentración de 80 mg/l de 6-BAP, dado que se presentaron síntomas muy similares a la hiperhidricidad (hojas y tallos gruesos y quebradizos), que es muy frecuente en cultivo in vitro de banano. Además, se presentaron síntomas de necrosis en callos, amarillamiento y decoloración en las hojas; callos y plántulas con arrosetamiento y plántulas con tallos y hojas retorcidas y lanceoladas. Estas plántulas no fueron consideradas en el registro de datos. En las Figuras 5 y 6, se muestran callos y plántulas que fueron consideradas anormales y normales, respectivamente, según su apariencia.
Es probable que los síntomas de anormalidad encontrados en callos y plántulas, se deban a la alta concentración de 6-BAP (80 mg/l), lo cual ha sido reportado en banano y plátano micropropagado (Roels et al., 2005; Bairu et al., 2008). Otra posibilidad que quizás influyó en la formación de plántulas anormales, es el efecto de variaciones genéticas (variación somaclonal) donde se ha implicado a altas dosis de citocininas como una de las causas (Giménez et al., 2001; Vasane et al., 2009; Bidabadi et al., 2010). Otra posible causa a este problema, podría ser el estrés provocado por altas temperaturas que genera la cámara térmica (superiores a 40 °C) en combinación con altas dosis de 6-BAP.
LITERATURA CITADA
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Armijos, F. 2008. Principales tecnologías generadas para el manejo del cultivo de banano, plátano y otras musáceas. Boletín Técnico No 131. Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias (INIAP), Guayaquil, ECU.
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