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A nivel mundial el petróleo es una de las fuentes de energía más importantes para la economía. En el estado de Tabasco (México), la explotación de este recurso no renovable ha originado impactos negativos en el ambiente, tan solo entre 2000 y 2017, se registraron 8 581 derrames de petróleo en México, de los cuales el 9.7 % ocurrieron en Tabasco (SEMARNAT, 2018). Las principales causas de estos derrames están asociadas a las actividades de extracción y transporte del petróleo (Trujillo-Narcía, Rivera-Cruz, Trujillo-Rivera, & Garrigos, 2018). Una vez liberados en el medio ambiente, los hidrocarburos del petróleo pueden ser adsorbidos en la matriz del suelo, haciéndolos menos biodisponibles para microorganismos y plantas (Maletić, Dalmacija, Rončević, Agbaba, & Perović, 2011; Ramadass, Megharaj, Venkateswarlu, & Naidu, 2018).

Los hidrocarburos totales del petróleo intemperizados (HTPI) son hidrocarburos totales del petróleo (HTP) que fueron expuestos por largos periodos de tiempo a las condiciones ambientales (inundación-sequía, temperaturas extremas, lixiviación y radiación solar, etc.), los cuales son más complejos, recalcitrantes y menos biodisponibles (Maletić et al., 2011; Rivera-Cruz, Trujillo-Narcía, Miranda, & Maldonado, 2016; Lustosa et al., 2018).

Los HTPI alteran las propiedades físicas y químicas del suelo y por consiguiente pueden causar toxicidad tanto a las plantas como a los microorganismos de la rizosfera (Adams, Kanga-Leyva, Guzmán-Osorio, & Escalante-Espinosa, 2011; Pernía et al., 2018); por lo que la toxicidad puede ser un criterio importante para evaluar el impacto de los HTPI en los suelos y en los procesos de remediación (Alexander, 1999). La fitotoxicidad en plantas sensibles se manifiesta como necrosis del follaje y raíz, ocasionando la disminución en la actividad fotosintética, reducción de la biomasa aérea, e incluso la muerte de la planta (Chaineau, Morel, & Oudot, 1997; Pernía et al., 2018). Las especies utilizadas en la fitorremediación incluyen gramíneas y leguminosas (Khan, Afzal, Iqbal, & Khan, 2013; Khan, Biswas, Smith, Naidu, & Megharaj, 2018); aunque las leguminosas son más susceptibles que las gramíneas a sufrir daños severos por exposición a los HTPI en el suelo, por lo que pueden ser utilizadas como indicadoras de toxicidad inducida por estos compuestos (Khan et al., 2013; Morales-Guzmán et al., 2017).

Los bioensayos de fitotoxicidad son utilizados para medir la respuesta fisiológica de las plantas a diferentes concentraciones de HTPI y para evaluar la eficacia de los procesos de remediación (Balseiro-Romero & Monterroso, 2014; Cartmill, Cartmill, & Alarcón, 2014; Pernía et al., 2018). La toxicidad de los hidrocarburos del petróleo hacia las plantas puede ser atenuada mediante el uso de rizobacterias y microorganismos productores de surfactantes, degradadoras de hidrocarburos y productoras de fitohormonas (Khan et al., 2013; Onur, Yilmaz, & Icgen, 2015; Xie et al., 2018). Las bacterias productoras de surfactantes mejoran la dispersión y favorecen la remoción de los compuestos del petróleo, mediante el proceso de emulsificación permitiendo que sean utilizados como co-sustrato, y fuente de energía para satisfacer el metabolismo microbiano e incrementar la degradación de los hidrocarburos del petróleo, favoreciendo el crecimiento de las plantas (Morales-Guzmán et al., 2017; Reddy, Karegoudar, & Nayak, 2018; Cecotti, Coppotelli, Mora, Viera, & Morelli, 2018).

Clitoria ternatea L. (Fabaceae) es una leguminosa que establece asociación simbiótica con bacterias fijadoras de nitrógeno, además, promueve la fertilidad de los suelos y es tolerante a las concentraciones de los HP (Sangabriel et al., 2006; Jamil, Zairi, Nasim, & Pa’ee, 2018; Somtrakoon et al., 2018). Debido a su importancia ambiental en la restauración de suelos degradados y contaminados, C. ternatea y bacterias emulsificantes e hidrocarbonoclastas (bacterias degradadoras de hidrocarburos del petróleo), constituyen una alternativa biológica de bajo costo y amigable con el ambiente en la atenuación de la toxicidad de los suelos crónicamente contaminados. El objetivo de la presente investigación fue evaluar la fitotoxicidad en el crecimiento de C. ternatea, y el efecto de la inoculación de bacterias emulsificantes en la atenuación de la toxicidad inducida por un Gleysol contaminado de origen, con diferentes concentraciones de petróleo intemperizado, recolectado en La Venta, Tabasco (México).

MATERIALES Y MÉTODOS

Área de estudio y recolección del suelo: Se seleccionó un suelo (Gleysol) contaminado con dos concentraciones de petróleo intemperizado: A) 50 g kg-1 y B) 150 g kg-1 (Rivera-Cruz et al. 2005; Trujillo et al., 2018), recolectados en el ejido José Narciso Rovirosa en el área aledaña al sur del Complejo Procesador de Gas La Venta, en el estado de Tabasco (18°04’39.83” N & 94°02’39.42” W y 18°04’39.22” N & 94°02’38.46” W). Además, se utilizó un suelo testigo con las mismas características pedogenéticas (0.150 g kg-1 de hidrocarburos de origen biogénico) recolectado de él ejido Blasillo Huimanguillo Tabasco (18°03’9.35” N & 93°55’59.34” W). En cada uno de los tres suelos se recolectó 200 kg-1 del horizonte superficial (0-30 cm) mediante un muestreo puntual. A cada muestra, se le determinó y registró conforme NOM-021-RECNAT-2000 (Diario Oficial de la Federación [DOF], 2002) (Tabla 1), norma mexicana que establece las especificaciones de fertilidad, salinidad y clasificación de suelos.

Análisis de hidrocarburos totales del petróleo: El contenido de los HTPI de las muestras recolectadas se extrajo en equipo Soxhlet usando el solvente diclometano al 99.5 % de pureza (Sigma-Aldrich, MO, EUA), por el método EPA 3540B (United States Enviromental Protection Agency [USEPA], 1994). El pH de las muestras de suelo se ajustó a 2.0 con HCl concentrado y, posteriormente se secaron con MgSO4. El solvente se evaporó utilizando un rotavapor y el extracto se cuantificó por gravimetría (g kg-1) con una balanza analítica (Sartorius, modelo Analytic AC 210S, IL, EUA), según el método NMX-AA-134-SCFI-2006 (DOF, 2006).

Material microbiológico: Se utilizaron seis cepas, que pertenecen a la colección del Área de Microbiología de Suelos, Colegio de Postgraduados, Montecillo, Estado de México. Las cuales fueron aisladas de suelos contaminados con HTPI: Serratia marcescens C11S1 (Sm), Citrobacter freundii C4S3 (Cfr), Serratia marcescens C7S3 (Sm2), Raoultella ornithinolytica C5S3 (Ro), Stenotrophomonas pavanii C5S3F (Spa), Stenotrophomonas maltophilia C10S1 (Sml), y un consorcio integrado por estas seis bacterias (CS), (Morales-Guzmán et al., 2017).

Preparación de los inóculos: Cada cepa fue cultivada en medio Luria-Bertani (g/L: 10 Triptona, 5 extracto de levadura, 5 NaCl, 1 L-triptofano), a 28 °C por 72 h. Los cultivos obtenidos se centrifugaron a 7 000 × g durante 15 minutos para separar el pellet de las células bacterianas, que se lavó dos veces más con agua destilada estéril con el propósito de eliminar los nutrientes residuales. Cada inóculo se ajustó a una densidad óptica de 0.5 (A600), equivalente a 108 UFC mL-1 (Morales-Guzmán et al., 2017). El consorcio bacteriano se preparó mezclando proporciones iguales (0.5 mL) con el procedimiento anterior.

Establecimiento del experimento e inoculación: Las semillas de Clitoria ternatea fueron recolectadas en el estado de Veracruz, México. Para evaluar la germinación de las semillas, se tomó como criterio de su emergencia la aparición de la radícula (Sangabriel et al., 2006), las cuales mostraron 95 % de germinación. La siembra se realizó bajo condiciones de invernadero (temperatura de 13-24 °C y humedad relativa 38-83 %), en semilleros de poliestireno con 10 cavidades por tratamiento, cada cavidad fue considerada como una unidad experimental (UE). En cada UE se sembraron dos semillas en un sustrato conformado por cada suelo (testigo, 50 y 150 g kg-1), las cuales fueron inoculadas con 5 mL del respectivo inóculo bacteriano. Cada UE se mantuvo a humedad constante (28-30 %).

Variables de crecimiento vegetal: Después de 30 días, las plantas fueron cosechadas para medir la altura (distancia en cm desde la superficie del suelo al ápice del tallo principal), el área foliar y la biomasa seca total. El área foliar (cm2) se determinó con un medidor LI-3000 (LI-COR Biosciences, NE, EUA). El área foliar específica se estimó dividiendo el área foliar, entre el peso seco de las hojas (cm2 g-1). Las hojas, tallos y raíces se secaron en un horno (FELISA, Modelo 242-A, México D.F., México) a 70 ºC por 72 h y posteriormente se pesó en una balanza analítica (Sangabriel et al., 2006).

Eficiencia fotoquímica del fotosistema II: A los 30 días, se evaluó la eficiencia fotoquímica del fotosistema II (Fv/Fm) se evaluó con un fluorómetro portátil (fluorómetro OS30p+, Opti-Sciences, NH, EUA) a temperatura ambiente. Para ello, se seleccionó la hoja recientemente madura de cada planta y se cubrió previamente con un clip foliar por 15 min para adaptarla a la oscuridad (Bramley, Wasley, King, Powell, & Robinson, 2014). La emisión de fluorescencia de la clorofila del fotosistema II (PSII) es el rendimiento cuántico máximo para la fotoquímica primaria cuando todos los centros de reacción del PSII están oxidados o “abiertos”, expresado como la relación de fluorescencia variable y fluorescencia máxima (Fv/Fm) (Bramley et al., 2014).

Tratamientos y análisis estadístico: El experimento tuvo un diseño factorial 3 × 8 × 1, con tres niveles de contaminación del suelo (testigo, 50 y 150 g kg-1), y ocho niveles de inoculación (Sm, Cfr, Sm2, Ro, Spa, Sml, y CS, más un tratamiento testigo), obteniéndose un total de 24 tratamientos con 6 repeticiones cada uno. Se realizó un análisis de varianza y a una prueba de comparación de medias del tipo LSD (α = 0.05), utilizando el programa estadístico SAS (Statistical Analysis System, 2007), para todas las variables.

RESULTADOS

Crecimiento y producción de biomasa vegetal de Clitoria ternatea: En la presente investigación el factor concentración de los HTPI y el factor inoculación bacteriana no produjeron diferencias significativas en la variable altura de C. ternatea (Fig. 1A, Fig. 1B). El factor interacción, mostró diferencias estadísticas significativas (P < 0.05) donde el suelo con 50 g HTPI kg-1 inoculado con la cepa Sm2 produjo mayor altura de planta con respecto al testigo sin inocular. Así mismo, el consorcio bacteriano estimuló la altura de las plantas crecidas en el suelo con 0.150 g kg-1 HTPI (testigo) (Fig. 1C).

La biomasa seca radical, aérea y total presentaron diferencias significativas (P < 0.05) por efecto del factor concentración; las plantas crecidas en el suelo con 150 g kg-1 HTPI mostraron mayor biomasa seca radical, aérea y total con respecto al suelo testigo, por el contario el suelo con 50 g kg-1 HTPI redujo en promedio 15 % la biomasa vegetal (Fig. 1D, Fig. 2A, 2D). En contraste, la inoculación bacteriana solo mostró diferencias significativas (P < 0.05) en la biomasa seca aérea y total (Fig. 2B, Fig. 2E), destacando la cepa Sml al incrementar 17 % la biomasa vegetal respecto a las plantas sin inoculación. En cuanto al efecto por interacción de los dos factores (inoculación bacteriana y concentración hidrocarburo), se observaron diferencias significativas (P < 0.05) en la biomasa seca radical, aérea y total (Fig. 1F, Fig. 2C, Fig. 2F). El suelo con 150 g kg-1 HTPI inoculado con las cepas Spa, Sm, Cs y Cfr promovieron la mayor biomasa seca radical con respecto al testigo. así mismo, el suelo con 50 g kg-1 HTPI inoculado con la cepa Ro, Spa y Sml mostró la mayor biomasa seca radical con respecto al testigo no inoculado. La inoculación del suelo testigo con las cepas Sm, Sm2 y Sml favorecieron la producción de biomasa seca radical y aérea con respecto al suelo testigo no inoculado.

El área foliar fue estadísticamente mayor (P < 0.05) en la dosis más alta (150 g kg-1 HTPI) respeto al testigo (Fig. 3A). Para el caso del factor interacción la mayor diferencia se encontró en el tratamiento testigo inoculado respecto al resto de los tratamientos (Fig. 3C), en comparación al factor inoculación que no mostró diferencias significativas (Fig. 3B).

El área foliar de las plantas fue estadísticamente mayor (P < 0.05) en el suelo con 150 g kg-1 HTPI respecto al suelo testigo; por el contrario, la concentración de 50 g kg-1 HTPI redujo en 13 % el área foliar (Fig. 3A). En cuanto a la inoculación, las cepas bacterianas Sm, y Ro mostraron un incremento del 10 %, del área foliar con respecto al testigo sin inoculación, aunque no se observó diferencias significativas entre los tratamientos (Fig. 3B). En cuanto a la interacción, del suelo testigo inoculado con las cepas Sm2, y Sml incrementaron significativamente el área foliar (P < 0.05) con respecto al suelo testigo sin inoculación y al resto de los tratamientos. En el caso del suelo con 150 g kg-1 HTPI inoculado con las cepas Sm2, y Ro, incrementaron el área foliar. En lo que respecta al área foliar específica, el factor concentración no mostró diferencias significativas entre los tratamientos (Fig. 3D). En contraste, la interacción de los factores mostró diferencias estadísticas significativas (P < 0.05) (Fig. 3F), destacando el suelo con 50 g kg-1 HTPI inoculado con las cepas Sm y Sm2 al presentar la mayor área foliar (99 y 767 %) con respecto al suelo testigo inoculado y no inoculado (Fig. 3F).

Medición eficiencia fotosintética del PSII: El análisis de varianza para la eficiencia fotosintética del PSII (Fv/Fm) a los 32 días no mostró diferencias significativas por efecto de los factores (concentración HTPI, inoculación, e interacción de los dos factores; P > 0.05 en todos los casos) (Datos no presentados). Además, los valores oscilaron en un rango de 0.74 a 0.82; en el cual se consideran dentro de un rango óptimo de la eficiencia fotosintética del PSII, donde los centros de reacción del PSII no son inhibidos en la fotosíntesis.

DISCUSIÓN

Altura biomasa aérea, biomasa radical y biomasa total de plántulas de Clitoria ternatea: Las propiedades físicas y químicas de los suelos influyen en gran medida en el crecimiento de las plantas y el desarrollo de las raíces (Tabla 1), las cuales pueden estimular la actividad microbiana y favorecer la degradación de los hidrocarburos (Ma, Rajkumar, Rocha, Oliveira, & Freitas, 2015). El suelo con el tratamiento de mayor dosis (150 g kg-1) estimuló el crecimiento y la producción de biomasa vegetal de C. ternatea. esto posiblemente se debió a su alto contenido de materia orgánica (26 %), la cual puede adsorber los hidrocarburos del petróleo y funcionar como base para la formación de ácidos húmicos y fúlvicos, los cueles incrementan la capacidad de intercambio catiónico y la concentración de iones H, reduciendo así su toxicidad y aumentando los procesos de transformación u oxidación biológica (mineralización), en combinación con la planta (rizorremediación) (Tan & Napamonbodi, 1979; Totsche, Danzer, & Kogel-Knabner, 1997; Evans, 2000; Volke Sepúlveda & Velasco-Trejo, 2002; Adams, Álvarez-Ovando, & Castañón, 2015). En este sentido, Rodríguez-Rodríguez, Rivera-Cruz, Trujillo- Narcía, Almaráz-Suárez, & Salgado-García (2016) atribuyen mayor biomasa aérea del pasto Leersia hexandra al proceso de hormesis producido por petróleo intemperizado, el cual lo inhibe en dosis mayores a 5.5 g kg-1. Efecto similar fue reportado por Adams et al. (2015), quienes observaron mayor biomasa en pasto Brachiaria humidicola expuestas a concentraciones menores de 4 g kg-1 de hidrocarburo intemperizados. La nula toxicidad observada en la mayor concentración de los HTPI (150 g kg-1) en el crecimiento de C. ternatea también ha sido reportada en especies como: Poa foliosa, Leucaena leucocephala, Festuca arundinacea y Sorghum bicolor, expuestas a los hidrocarburos alifáticos y aromáticos (≥ 5 g kg-1) (Muratova et al., 2009; López-Ortíz et al., 2012; Bramley, Wasley, King, Powell, & Robinson, 2014).

Por otra parte, la inoculación de las bacterias Sm, Sm2, Ro, y Spa estimularon la producción de biomasa seca radical. Este resultado posiblemente se debió a que las bacterias tienen la capacidad de producir surfactantes que pueden aumentar la degradación de los HTPI y por ende reducir su toxicidad (Morales-Guzmán et al., 2017). Estudios previos han demostrado que Serratia marcescens y Stenotrophomonas maltophilia se caracterizan por tener actividad nitrogenasa, solubilizar fosfatos, y producir ácido indolacético (AIA); además de tener actividad ACC-desaminasa (Ahemad & Kibret, 2014). El AIA a menudo puede inducir un efecto benéfico sobre el crecimiento y el desarrollo de plantas.

La producción de la enzima ACC-desaminasa puede mejorar el estrés causado por los hidrocarburos, ya que reduce los niveles de etileno de la planta e induce un mayor crecimiento vegetal en especial de la biomasa radical que estimula el desarrollo de las poblaciones microbianas u otros mecanismos, tales como el aumento de la disponibilidad de nutrimentos esenciales como el nitrógeno, fósforo y potasio (Afzal, Yousaf, Reichenauer, Kuffner, & Sessitsch, 2011; Balseiro-Romero & Monterroso, 2014; Balseiro-Romero, Gkorezis, Kidd, Vangronsveld, & Monterroso, 2016). En este sentido, Khan et al. (2013) mencionan que las bacterias con potencial de producir surfactantes pueden degradar hidrocarburos y con ello disminuir la fitotoxicidad que producen los mismos. Algunos estudios han demostrado que la inoculación de cepas bacterianas productoras de surfactantes y degradadoras de hidrocarburos como: Pseudomonas sp. ITRI53, Planomicrobium chinense, Burkholderia phytofirmans PsJN y Sphingobacterium sp., reducen la fitotoxicidad de los hidrocarburos al mejorar el crecimiento y desarrollo de raigrás, Casuarina equisetifolia, Vigna radiata y Withania somnifera al conferirles tolerancia a condiciones de estrés mediante la degradación de los contaminante (Díaz-Martínez, Alarcón, Ferrera-Cerrato, Suarez, & García-Barradas, 2013; Das & Tiwary, 2014; Kumar, Das, & Asha, 2014). El efecto negativo de los HTPI en el área foliar y área foliar especifica se atribuye a la toxicidad inherente de los hidrocarburos no biodegradados y recalcitrantes (compuestos cíclicos, aromáticos, asfáltenos y resinas), los cuales causan disminución en el crecimiento de la raíz y, por ende, disminuyen la biomasa aérea. Además, que el hidrocarburo forme una capa fina sobre la raíz de las plantas impidiendo la absorción de los nutrientes y del agua, esenciales para crecimiento (Cartmill et al., 2014). Resultados similares han sido descritos para las plantas: Avena sativa, Hordeum vulgare, Chloris gayana, Triticum aestivum, Phragmites australis, Arabidopsis, Lolium multiflorum, Poa foliosa, Cucumis melo, Capsicum frutescens, Solanum lycopersicum, y Amaranthus hybridus cuando fueron expuestas a hidrocarburos aromáticos y poliaromáticos (Anoliefo & Nwoko, 1995, Zhang, & Xing, 2008; García, Ferrera, Almaráz, Rodríguez, & García, 2013; Cartmill et al., 2014; Bramley-Alves et al., 2014, Zhu et al., 2015; Rodríguez-Rodríguez et al., 2016).

Eficiencia fotosintética del PSII (Fv/Fm): La eficiencia fotosintética del PSII (Fv/Fm) ha sido un indicador de la máxima eficiencia cuántica de las reacciones fotoquímicas del PSII (Butler, 1978). En plantas sanas y no estresadas, los valores oscilan entre 0.74 a 0.84 (Genty et al., 1989). En el presente estudio, el rendimiento fotosintético de C. ternatea no se vio afectado, según lo observado, por la disminución de estos parámetros después de trasplantar las plántulas al suelo contaminado. Esto se debe a que los hidrocarburos han estado expuestos por más de 20 años a las condiciones ambientales (Rivera-Cruz & Trujillo-Narcia et al., 2004; Trujillo-Narcía et al., 2018), permitiendo que las fracciones volátiles ya no estén presentes, prevaleciendo los hidrocarburos de fracción pesada. Estos resultados coinciden con los obtenidos por Shiri et al. (2015) y Bramley-Alves et al. (2014) al no observar efectos negativos en Thellungiella salsuginea, y Poa foliosa expuesta a fenantreno (25 mM) e hidrocarburos SAB sobre la relación Fv/Fm. Contrario a los resultados obtenidos en la presente investigación, Cevher-Keskin et al., 2018, reportaron una disminución en la relación Fv/Fm, respecto al aumento en las concentraciones de petróleo crudo (2.5 y 5 % v/w) en Zea mays (42 días). En este sentido Jin et al., (2017) observaron una disminución significativa en la relación Fv/Fm, en las hojas de Cucurbita pepo tratadas con fenantreno expuestas a 0.005 g L-1 de fenantreno.

En la presente investigación, posiblemente las concentraciones de los HTPI no limitaron la absorción los nutrimentos ni del agua, aunado a la presencia de bacterias productoras surfactantes, degradadoras de hidrocarburos, productoras de fitohormonas y productoras de la enzima ACC-desaminasa reducen los niveles de etileno de la planta, lo cual confiere resistencia al estrés causado por los HTPI y contribuyendo así, a la atenuación de la toxicidad de los mismos y a la supervivencia de las plantas ante esas condiciones. El uso de bacterias individuales o consorcios con capacidades emulsificantes y degradadoras de hidrocarburos que favorezcan la adaptación y la promoción del crecimiento de las plantas, y que coadyuven a la atenuación de la toxicidad de los hidrocarburos intemperizados, constituye una alternativa biológica de bajo costo para sitios crónicamente contaminados con hidrocarburos del petróleo.

Declaración de ética: los autores declaran que todos están de acuerdo con esta publicación y que han hecho aportes que justifican su autoría; que no hay conflicto de interés de ningún tipo; y que han cumplido con todos los requisitos y procedimientos éticos y legales pertinentes. Todas las fuentes de financiamiento se detallan plena y claramente en la sección de agradecimientos. El respectivo documento legal firmado se encuentra en los archivos de la revista.

AGRADECIMIENTOS

Esta investigación fue financiada por la beca SEP-CONACYT 79456. G. Morales-Guzmán agradece al CONACYT (Consejo Mexicano de la Ciencia y Tecnología) por el apoyo financiero durante su programa de doctorado.

RESUMEN

Introducción: Las plantas y los microorganismos se han utilizado como bioindicadores de la toxicidad inducida por hidrocarburos presentes en los suelos. Objetivo: El presente trabajo evaluó la toxicidad de un Gleysol contaminado de origen con diferentes concentraciones de petróleo intemperizado, recolectado en la Venta Tabasco (México), en el crecimiento de Clitoria ternatea, y la atenuación de la fitotoxicidad con la inoculación de bacterias emulsificantes. Metodología: Se usaron suelos con 50 y 150 g HTPI kg-1, y un suelo testigo con 0.15 g HTPI kg-1 (origen biogénico), y la inoculación de seis bacterias emulsificantes y su combinación (consorcio). La fitotoxicidad de los HTPI se evaluó considerando la altura, la biomasa seca (radical, aérea y total), el área foliar, el área foliar específica, y la eficiencia del fotosistema II (EPSII), a los 30 días. Resultados: Los HTPI no afectaron la altura, pero el suelo con 50 g HTPI kg-1 redujo la biomasa seca radical y total, y el área foliar con respecto a las plantas en los suelos testigo y con 150 g HTPI kg-1. La cepa Sml (Stenotrophomonas maltophilia C10S1) incrementó significativamente la biomasa seca total; la cepa Ro (Raoultella ornithinolytica C5S3) produjo mayor área foliar específica con respecto a plantas no inoculadas. En el suelo testigo, el consorcio bacteriano estimuló la altura; las cepas Sm (Serratia marcescens C11S1) y Sm2 (S. marcescens C7S3) mejoraron la altura y el área foliar específica con respecto a plantas no inoculadas, en el suelo con 50 g HTPI kg-1. En el suelo con 150 g HTPI kg-1, las cepas Spa (Stenotrophomonas pavanii C5S3F) y Cfr (Citrobacter freundii C4S3) incrementaron la biomasa seca radical y aérea, respectivamente. La EPSII no fue afectada por la contaminación de los suelos. Las bacterias emulsificantes redujeron la fitotoxicidad de HTPI, pero dependiendo de su contenido en los suelos. Conclusiones: El suelo con 50 g HTPI kg-1 mostró mayor toxicidad en el crecimiento de las plantas. La inoculación bacteriana favoreció el crecimiento, producción de biomasa, y área foliar en el suelo con 150 g HTPI kg-1. La EPSII no fue afectada por la presencia de HTPI en el suelo.

Palabras clave: Clitoria ternatea, eficiencia fotosintética del PSII, Gleysol, bacterias.

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Suelo HTPI g kg-1	pH	MO %	CE dSm-1	CIC cmol (+) kg-1	K mg kg-1	N-total %	Textura %
0.150	6.5	8.60	1.12	57.0	192	0.49	Franco arcillosa
50	5.0	7.90	4.73	29.9	184	0.39	Franco arcilloso arenosa
150	5.5	26.2	2.93	62.3	312	0.59	Franco arcilloso arenosa