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Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 69(3): 852-864, July-September 2021 (Published Aug. 30, 2021)
Microsporogénesis y micromorfología del polen
de la planta Alcea rosea (Malvaceae)
Edgar Javier Rincón-Barón
1
*; https://orcid.org/0000-0003-1347-171X
Gerardo Andrés Torres-Rodríguez
2
; https://orcid.org/0000-0003-2381-2936
Lilian M. Passarelli
3
; https://orcid.org/0000-0002-8870-8622
Diego A. Zárate
4
; https://orcid.org/0000-0001-9630-3927
Viviana Lucia Cuarán
4
; https://orcid.org/0000-0001-7295-0046
Sayonara Plata-Arboleda
5
; https://orcid.org/0000-0001-8115-8798
1. Grupo de Investigación Agroambiente y Salud-MICROBIOTA, Facultad de Ciencias Médicas y de la Salud, Instituto
de Investigación Masira, Universidad de Santander, Calle 70 No 55-210, Campus Universitario Lagos del Cacique,
Bucaramanga, Colombia; ed.rincon@mail.udes.edu.co (*Correspondencia), ejrbaron@gmail.com
2. Unidad de Microscopía Electrónica, Universidad del Cauca, carrera 2 # 1A-25 Museo de Historia Natural, Popayán,
Cauca, Colombia; gator@unicauca.edu.co
3. Laboratorio de Estudios de Anatomía Vegetal Evolutiva y Sistemática (LEAVES), Facultad de Ciencias Naturales y
Museo de La Plata, Universidad de la Plata, 64 entre 120 y diagonal 113, B1904 E, La Plata, Argentina;
lmpassarelli@yahoo.com.ar
4. Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria (AGROSAVIA), Centro de Investigación La Suiza, Km. 32,
vía al mar, Vereda Galápagos, Rionegro, Santander, Colombia; dzarate@agrosavia.co, vcuaran@agrosavia.co
5. Instituto de Ciencias Biológicas, Universidad de Talca, Avenida Lircay S/N Talca, Chile; sayonara.plata@utalca.cl
Recibido 10-V-2021. Corregido 10-VII-2021. Aceptado 19-VIII-2021.
ABSTRACT
Microsporogenesis and micromorphology of pollen grains of the plant Alcea rosea (Malvaceae)
Introduction: Studies on microsporogenesis, micromorphology and structure of pollen grains in Malvaceae
are scarce.
Objectives: To describe the process of microsporogenesis and micromorphological aspects of pollen grains in
A. rosea.
Methods: Androphores were processed according to standard protocols for sectioning in paraffin. The obtained
sections were stained with Safranin-Alcian blue, Aniline blue was used for immature and unfixed anthers and for
resin sections of the androphores, Toluidine blue. Ultrathin sections were observed with transmission electron
microscopy. For observation with scanning electron microscopy the material was fixed and dehydrated in 2.2
dimethoxypropane, dried to a critical point and coated with gold.
Results: Anthers differentiate from a cell mass at the distal ends of the stamen filaments. The wall of the mature
anther presents an outer layer of epidermal cells and an inner layer, the endothecium. Microspore mother cells
divide by mitosis and then undergo meiosis to form tetrads. The tapetum is initially cellular and forms a single
layer of cells and then loses cellular integrity by invading the microsporangium locule, forming a periplasmodia,
by the time the pollen grains are released it degenerated. During sporodermis formation, exine is first deposited
and then intine. Pollen grains are pantoporate, apolar, with radial symmetry, spheroidal, with spines, bacula,
granules and microgranules. Tectum is perforated with foveolae arranged homogeneously over the whole surface
and pollenkit is present. Exine is broad and consists of a thick 3.5 to 4 µm endexine and a thin ektexine (0.6-0.7
Rincón-Barón, E. J. Torres-Rodríguez, G. A., Passarelli, L.
M., Zárate, D. A., Cuarán, V. L., & Plata-Arboleda, S.
(2021). Microsporogénesis y micromorfología del polen
de la planta Alcea rosea (Malvaceae). Revista de Biología
Tropical, 69(3), 852-864. https://doi.org/10.15517/rbt.
v69i3.46936
https://doi.org/10.15517/rbt.v69i3.46936
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Alcea L. es un género de plantas pertene-
ciente a la familia Malvaceae (Bayer & Kubitz-
ki, 2003) con aproximadamente 70 especies
ampliamente distribuidas (Arabameri et al.,
2020; Escobar-García et al., 2012). Es origina-
ria de Asia y Europa y se tuvieron como centro
de especiación las tierras altas de Turquía y
Kurdistan (Escobar-García et al., 2012). El
género Alcea ha sido considerado sinónimo
del género Althaea L., sin embargo, estudios
moleculares (Escobar-García et al., 2012) han
corroborado la identidad de los dos géneros, tal
y como lo han indicado los datos morfológicos
(Bayer & Kubitzki, 2003; Cabi et al., 2009;
Uzunhisarcikli & Vural, 2012).
A. rosea es una especie ampliamente cul-
tivada y apreciada por su valor ornamental y
medicinal, por estas razones ha sido introduci-
da en los jardines de la mayor parte del mundo
(Bayer & Kubitzki, 2003; Johri & Raghu-
vanshi, 2014; Judd & Manchester, 1997). La
especie está circunscrita a la subfamilia Mal-
voideae y se caracteriza por ser una hierba
bianual o perenne de inflorescencia en racimo,
flores hermafroditas protándricas, presencia
de epicaliz de 6-8 segmentos connados en la
región media. Los estambres son monadelfos y
forman una columna estaminal o tubo llamado
andróforo que se divide en múltiples filamentos
que rematan cada uno en una antera monote-
ca (Li et al., 2012; Naskar & Mandal, 2014;
Uzunhisarcikli & Vural, 2012). El ovario es
policárpico y el estilo está protegido y atraviesa
el centro del andróforo, los estigmas son nume-
rosos y equivalentes al número de carpelos.
La morfología de los granos de polen de
Alcea ha sido ampliamente estudiada, encon-
trándose variaciones locales en el tamaño,
aunque la morfología y ornamentación de la
esporodermis al parecer es conservada (Cabi
et al., 2009; Shaheen et al., 2010). Aunque se
ha descrito el proceso de microsporogénesis en
algunas Malvaceae (Galati & Rosenfeldt, 1998;
Lattar et al., 2014), en esta especie permanece
aún sin resolver. Conocer y entender los pro-
cesos de microsporogénesis permite dilucidar
con mayor exactitud los procesos evolutivos
y relaciones filogenéticas que se entretejen
entre los diferentes grupos de plantas (Furness
et al., 2002; Nadot et al., 2008). Atendiendo a
estas razones en este trabajo de investigación
se hace una descripción detallada del proceso
de microsporogénesis, haciendo énfasis en la
arquitectura y morfología de las células madre
de las microsporas, formación y estructura de la
pared de las anteras, descripción del patrón de
microsporogénesis, formación del esporoder-
mis, estructura y función del tapete, micromor-
fología y ultraestructura de los granos de polen.
Así mismo, describe y detalla por primera vez
la presencia de tricomas nectaríferos unicelu-
lares capitados en los filamentos que sostienen
las anteras de esta especie.
MATERIALES Y MÉTODOS
Las muestras de las anteras de A. rosea
fueron recolectadas en un jardín privado de la
escarpa occidental de la meseta de la ciudad de
Bucaramanga, Santander, Colombia (7°07’44”
N & 73°08’04” W) a 916 m de altitud, durante
los meses de junio-julio del 2020. Los espe-
címenes de A. rosea fueron depositados en el
herbario de la Universidad de Antioquia (HUA)
con la referencia de recolección Rincón 024.
Se definieron varios estadios de maduración
teniendo en cuenta el tamaño y desarrollo del
botón floral. Se tomaron más de 10 plantas y
de cada una de estas se tomaron 30 andróforos
µm). The ultrastructure shows columellae forming the infratectum. Capitate glandular unicellular nectariferous
trichomes covers the whole surface of the stamen filaments.
Conclusions: The structure and development of the anthers follows the known patterns for angiosperms.
Simultaneous microsporogenesis and centripetal deposit of the sporodermis have been previously described for
Malvaceae.
Key words: Malvaceae; microspore; palynology; pantoporate; sporodermis; tapetum; ultrastructure.
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por cada etapa del desarrollo floral y estos
se fijaron en una mezcla de formol, etanol y
ácido acético (FAA) por 24-48 horas a 6 °C.
Posteriormente, se utilizaron andróforos com-
pletos o fragmentos de 1 cm de longitud para
deshidratarlos en la serie gradual de etanol y
dos pasos de aclaramiento en Xilol (Ruzin,
1999); estos incluyeron en Paraplast plus (Mc
Cormick®) durante 12 horas a 55 °C. Se obtu-
vieron secciones transversales y longitudinales
con micrótomo rotatorio LEICA RM 2125,
entre 4-5 μm de grosor. Se procedió a la tinción
de las muestras como Azul de Alcian-Safranina
(Ruzin, 1999; Demarco, 2017; Rincón et al.,
2020). Para determinar la presencia de calosa
y el patrón de microsporogénesis se hicieron
montajes de las anteras inmaduras y sin fijar,
con Azul de Anilina (Śnieżko, 2000).
Muestras adicionales de los andróforos en
los diferentes momentos del desarrollo floral
fueron fijadas en Glutaraldehído al 2.5 % en
buffer fosfato 0.2 M pH 7.2 durante 24-48
horas a 6 °C. Luego de la fijación, las muestras
se lavaron en el mismo buffer seguido de agua
destilada para posteriormente postfijarlas con
Tetróxido de Osmio al 2 % por 2 horas a 6 °C
en oscuridad y agitación constante. Finalmente,
las muestras se deshidrataron durante una hora
en una serie gradual de etanol y durante 12
horas etanol al 100 %. Las muestras se embe-
bieron en mezclas progresivas de óxido de
propileno-resina Spurr, por una semana a tem-
peratura ambiente. Se hicieron varios cambios
de resina pura durante seis días en agitación
constante. La resina fue polimerizada a 60 °C
por 48 horas. Se obtuvieron secciones de 0.5-
0.7 μm de grosor con cuchillas de vidrio en
un Ultramicrótomo Leica Ultracut UCT®; las
cuales se tiñeron con Azul de Toluidina (TBO)
en bórax al 1 %, pH 3.6 por 30-60 segundos.
Tanto las secciones en parafina como las de
resina y las muestras sin fijar se examinaron
con un microscopio fotónico Nikon eclipse Ni
equipado con el sistema de contraste diferen-
cial de interferencia (CDI) y aditamentos para
fluorescencia, utilizando el programa NIS Ele-
ments versión 4.30.02 de Nikon. Las muestras
teñidas con Azul de anilina se observaron con
filtro UV-2A (filtro de excitación 330-380 nm y
filtro barrera 420 nm) (Ruzin, 1999).
Así mismo y aplicando el procesamiento
descrito anteriormente para la obtención de
secciones en resina, se hicieron secciones ultra-
finas (para microscopía electrónica de transmi-
sión, MET) de la pared de los granos de polen
de 70-80 nm de grosor con cuchilla de diaman-
te. Estas secciones se contrastaron con acetato
de uranilo y citrato de plomo durante 40 min y
5 min respectivamente y se observaron con un
microscopio de transmisión JEOL JEM-101.
Para llevar a cabo las descripciones morfo-
lógicas con microscopía electrónica de barrido
(MEB), las anteras maduras con los granos de
polen fueron fijados y deshidratados en 2.2
Dimetoxipropano acidificado por 2 a 3 días,
realizando un cambio de este solvente durante
este tiempo (Halbritter et al., 2018; Rincón et
al., 2021). Finalmente, se hicieron dos cambios
en etanol absoluto durante 30 minutos cada
uno, y procedió a desecar al punto crítico con
un desecador SAMDRI®-795. Las muestras se
montaron sobre cinta conductiva de carbono
de doble cara y se recubrieron con oro en una
ionizadora DENTON VACUUM DESK IV
durante 10 minutos. Las observaciones y regis-
tro fotográfico se realizaron en un microscopio
electrónico de barrido JEOL JSM-6490LV.
Para las descripciones de los granos de
polen y las anteras se utilizaron los términos
sensu Crang et al. (2018), Halbritter et al.
(2018) y Punt et al. (2007). Las mediciones del
tamaño de los granos de polen están represen-
tadas por la medida mínima, la media y medida
máxima empleando un N = 30.
RESULTADOS
En el meristemo floral de A. rosea se apre-
cian los primordios androeciales que mediante
divisiones mitóticas formará los filamentos
estaminales, éstos soportarán a las anteras cons-
tituyendo en conjunto el andróforo (Fig. 1A).
En los extremos de los filamentos estaminales
en desarrollo se observa la presencia de una
masa celular diferenciada, el tejido arqueos-
pórico, formada por células con abundante
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citoplasma, un núcleo voluminoso que ocupa el
centro de la célula y en éste se pueden apreciar
uno o dos nucleolos. Estas células formarán a
las células madre de las microsporas (Fig. 1B).
Así mismo, a partir de células derivadas del
tejido arquespórico también se formará la pared
de las anteras, que inicialmente está formada
por una sola capa parietal de células de contor-
no cuadrado y núcleo voluminoso que originará
por sucesivas divisiones los distintos estratos
de la pared de la antera (Fig. 1B).
Con el crecimiento y desarrollo, el andró-
foro se diferencia y en este se aprecian múl-
tiples filamentos estaminales alargados que
Fig. 1. Meristemo floral, andróforo y microsporogénesis de Alcea rosea. A. Primordios androeciales que formarán el
andróforo (Azul de toluidina-TBO). B. Región apical del filamento estaminal. Se aprecia el tejido arquespórico que formará
a las células madres de las microsporas (TBO). C. Andróforo en desarrollo. Se observan las anteras diferenciadas (Safranina-
Azul de Alcian). D. Detalle de las anteras en maduración (TBO). E. Detalle de las células madre de las microsporas,
tapete celular y pared de las anteras (TBO). F. Tétradas de microsporas. Se aprecia el tapete celular (TBO). G. Tétradas de
microsporas. Se distinguen la cubierta de calosa (Filtro UV-2A, azul de Anilina). H-I. Microsporas en maduración y tapete
plasmodial (TBO). En H se aprecia la exina gruesa y el tapete plasmodial en el lóculo microsporangial. En I se distinguen
la exina y la intina y remanentes del tapete plasmodial, además de la epidermis y el endotecio. AD: andróforo; AN: anteras;
TA: tejido arquespórico; CA: cubierta de calosa; CM: células madre de las microsporas; EX: exina; IN: Intina; FI:
filamentos estaminales; LO: lóculo microsporangial; MF: meristemo floral; MI: microsporas; PA: pared de las anteras; PE:
primordios androeciales; TC: tapete celular; TP: tapete plasmodium; TR: tétradas de microsporas.
Fig. 1. Floral meristem, androphore and microsporogenesis of Alcea rosea. A. Androecial primordia that will form the
androphore (toluidine blue-TBO). B. Apical region of the staminal filament. Archesporic tissue that will form the microspore
mother cells is appreciated (TBO). C. Androphore in development. Differentiated anthers are appreciated (Safranina-Alcian
blue). D. Detail of maturing anthers (TBO). E. Detail of microspore mother cells, cellular tapetum and anther wall (TBO).
F. Tetrads of microspores. Cellular tapetum is appreciated (TBO). G. Tetrads of microspores. Callose coated is appreciated
(UV-2A filter, Aniline blue). H-I. Maturing microspores and plasmodial tapetum (TBO). In H the thick exine and the
plasmodial tapetum can be seen in the microsporangial locule. In I exine and intine and remnants of the plasmodial tapetum
are seen, in addition to the epidermis and endothecium. AD: androphore; AN: anthers; TA: archesporic tissue; CA: callose
coated; CM: microspore mother cells; EX: exine; IN: intine; FI: staminal filament; LO: microsporangial locule; MF: floral
meristem; MI: microspores; PA: anthers wall; PE: androecial primordia; TC: cellular tapetum; TP: plasmodial tapetum;
TR: microspore tetrads.
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sostienen una antera diferenciada cada uno
(Fig. 1C). Las anteras para este momento del
desarrollo están formadas por una pared de
varios estratos celulares y una capa de tapete
celular que delimita a las células madre de las
microsporas (Fig. 1D). Estas células madre son
voluminosas con un núcleo excéntrico, en el
cual se puede apreciar un prominente nucleolo
y en su citoplasma se observan gran cantidad
de gránulos de almidón que se aprecian tras-
lúcidos ya que el TBO no los tiñe (Fig. 1D). A
medida que la antera crece y se desarrolla, las
células madre de las microsporas aumentan en
número y la capa de tapete celular se hace más
conspicua (Fig. 1E). Las células tapetales se
aprecian de contorno cuadrangular o rectangu-
lar con un núcleo que ocupa la mayor parte del
citoplasma y uno o dos nucleolos. La pared de
la antera para este momento del desarrollo está
formada por un estrato de tres capas celulares.
La capa más externa que formará la epidermis
presenta células de contorno entre cuadrangular
a rectangular, en tanto que las demás capas
internas son rectangulares, bajas o aplanadas
(Fig. 1E).
Por medio de citocinesis meiótica simul-
tánea las células madre de las microsporas
forman tétradas de microsporas en disposición
tetraédrica (Fig. 1F, Fig. 1G). Estas células
se caracterizan por su contorno esférico con
un núcleo voluminoso en posición central y
abundantes gránulos de almidón (Fig. 1F). Las
microsporas en la tétrada están cubiertas por
una gruesa capa de calosa que se aprecian en
color amarillo-verdoso al teñir con Azul de
Anilina y observar con luz ultravioleta (Fig.
1G). Una vez que las microsporas se separan
entre sí, el tapete celular pierde la integridad
celular y las células se fusionan formado
un plasmodio que invade el lóculo de los
microsporangios y rodea completamente a las
microsporas (Fig. 1H). Para este momento del
desarrollo, las microsporas han formado la
exina. Con la maduración de las microsporas,
se forma posteriormente la intina y el tapete
plasmodial empieza a degenerar dejando libres
a las microsporas en el lóculo microsporangial
(Fig. 1I); en tanto que en la pared de la antera
se aprecian dos estratos celulares uniestratifica-
dos, uno externo que corresponde a la epider-
mis y otro interno, el endotecio (Fig. 1I).
Una vez que la antera se abre, libera los
granos de polen, estos se dispersan en móna-
des, son pantoporados, apolares, con simetría
radial, esferoidales, grandes (110-116.5-127
µm) (Fig. 2A). Presentan poros pequeños de
1 a 2 µm, con membrana delgada, y márgenes
irregulares, separados por una distancia entre sí
de alrededor de 10 µm (Fig. 2B, Fig. 2C). La
densidad de poros es en promedio 5 /campo de
20 µm
2
. A través de estas aberturas se observa
la presencia de una expansión de la intina, una
estructura similar a una bácula pequeña, de
0.5 a 0.8 µm (Fig. 2D). El téctum es perforado
con ornamentación supratectal, presenta sobre
su superficie diferentes elementos escultura-
les, algunos muy pequeños, microgránulos de
entre 1 a 5 µm y fovéolas dispuestas de forma
homogénea sobre toda la superficie (Fig. 2D).
El polenkit solo está sobre la superficie del
téctum y no sobre los procesos ornamentales
(Fig. 2B). La ornamentación más prominente
está formada por espinas y báculas de mayor
tamaño sin la base ensanchada o mamelones
(Fig. 2B, Fig. 2C). Las espinas se ubican sobre
la ectexina y también están constituidas por
esporopolenina, en algunos casos se observa
que la micrornamentación se interrumpe en la
base de las espinas; estas son cónicas, rectas
de extremos agudos o raramente truncados y
a veces los extremos se curvan, tienen tono
blanco destacándose del resto de la esporoder-
mis que es gris (Fig. 2C). La exina está bien
desarrollada, de entre 5-6 µm de grosor y está
formada por una endexina muy gruesa (3.5 a 4
µm) y una ectexina muy delgada (0.6-0.7 µm),
la intina también es gruesa y está formada por
componentes de pared primaria (0.2 a 0.5 µm).
El citoplasma de los granos de polen presenta
abundantes gránulos de almidón distribuidos en
toda su superficie (Fig. 2E). La ultraestructura
muestra columelas claramente definidas for-
mando el infratéctum (Fig. 2F).
La columna estaminal del andróforo es lisa
y se divide en múltiples filamentos que sos-
tienen las anteras (Fig. 2G). Estos filamentos
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Fig. 2. Morfología y ultraestructura de los granos de polen y tricomas nectaríferos unicelulares glandulares capitados (TG)
de Alcea rosea. A-C. Granos de polen (Microscopía electrónica de barrido-MEB). Se aprecia las espinas, báculas, gránulos,
poros y polenkit. D. Detalle de un poro (MEB). Se observan los microgránulos y las foveolas. E. Sección trasversal del
grano de polen (Azul de toluidina-TBO). Se indican los componentes de la esporodermis, núcleo y almidón en el citoplasma.
F. Ultraestructura de la esporodermis en sección trasversal (Microscopía electrónica de transmisión-MET). G. Detalle del
andróforo (MEB). Se aprecian los filamentos estaminales y las anteras. H-I Detalles de los filamentos estaminales (MEB).
Se observan abundantes tricomas nectaríferos unicelulares glandulares capitados. J-K. Secciones longitudinales de los
filamentos de las anteras (TBO). En K detalle histológico de los filamentos estaminales y de los TG. AD: andróforo; AN:
anteras; BA: báculas; CU: columelas; EN: endexina; EC: ectexina; ES: espinas; FI: filamentos estaminales; FL: floema;
FV: fovéolas; GA: gránulos de almidón; GR: gránulos; EX: exina; IN: intina; MG: microgránulos; NU: núcleo; PK:
polenkit; PN: polen; PO: poros; TC: téctum; TG: tricomas nectaríferos unicelulares glandulares capitados; XL: xilema.
Fig. 2. Morphology and ultrastructure of pollen grains and capitate glandular unicellular nectariferous trichomes (TG) of
Alcea rosea. A-C. Pollen grains (Scanning electron microscopy-SEM). Spines, bacula, granules, pores and pollenkit are
appreciated. D. Detail of a pore (SEM). Microgranules and foveolae are observed. E. Cross section of pollen grain (toluidine
blue-TBO). Components of the sporodermis, nucleus and starch in the cytoplasm are indicated. F. Ultrastructure of the
sporodermis in cross section (Transmission electron microscopy-MET). G. Detail of the androphore (SEM). Stems filaments
and anthers are appreciated. H-I. Stamen filaments details (SEM). Capitate glandular unicellular nectariferous trichomes are
abundant. J-K. Longitudinal sections of stems filaments (TBO). In K histological detail of stems filaments and TG. AD:
androphore; AN: anthers; BA: bacula; CU: columellae; EN: endexine; EC: ektexine; ES: spines; FI: stamen filaments;
FL: phloem; FV: foveolae; GA: starch granules; GR: granules; EX: exine; IN: intine; MG: microgranules; NU: nucleus;
PK: pollenkit; PN: pollen; PO: pores; TC: tectum; TG: capitate glandular unicellular nectariferous trichomes; XL: xylem.
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están recubiertos por tricomas nectaríferos uni-
celulares glandulares capitados (Fig. 2H, Fig.
2I), que están estrechamente asociados al haz
vascular, en especial al floema (Fig. 2J, Fig.
2K). El floema está formado por una capa
gruesa de varios estratos celulares que se tiñen
intensamente de azul oscuro con TBO, en tanto
que el xilema presenta menos estratos celulares
(Fig. 2K). los tricomas nectaríferos presentan
una cutícula gruesa y en su citoplasma se apre-
cian estructuras globulares translúcidas que no
se tiñen con TBO y corresponden a abundantes
gránulos de almidón (Fig. 2K).
DISCUSIÓN
En Malvaceae se ha indicado la formación
de primordios androeciales en el meristemo
floral que por crecimiento y diferenciación
celular determinan la formación de la colum-
na estaminal del andróforo y los filamentos
estaminales (Von Balthazar et al., 2006). Estos
filamentos presentan en sus ápices una masa de
tejido arquespórico que se diferenciará para la
formación de las células madre de las micros-
poras (Scott et al., 2004; Von Balthazar et al.,
2006; Fernández et al., 2015), en A. rosea se
observó una situación similar, lo que implicaría
cierto grado de uniformidad ontogenética en
el desarrollo y formación de estas estructuras.
La diferenciación y desarrollo de las anteras
de A. rosea muestra un patrón histológico
característico de la mayoría de las Malvaceae
(Tang et al., 2006; Lattar et al., 2012; Lattar et
al., 2014), que implica la formación de pared
de las anteras y células madre de las micros-
poras a partir de derivados celulares del tejido
arquespórico; además, la pared de las anteras
inicialmente está constituida de una sola capa
celular y luego a medida que ésta madura se
forman varios estratos celulares y al momento
de la dehiscencia solo persiste la epidermis y
el endotecio.
En Malvaceae, el tapete secretor es el más
común (Tang et al., 2006; Lattar et al., 2014),
aunque se han registrado en algunas especies
de esta familia la presencia de tapete invasivo
no sincitial (Galati et al., 2007; Lattar et al.,
2014) y también de tapete plasmodial (Stritt-
matter et al., 2000; Tang et al., 2009; Galati et
al., 2011), en cualquiera de los casos, el tapete
degenera para el momento de la liberación de
los granos de polen, situación que se corroboró
con el tapete plasmodial de A. rosea. Dado
el estrecho contacto que se observó entre las
microsporas de A. rosea y el tapete plasmodial,
se apoya la idea de que el tapete facilita el pro-
ceso de maduración de las microsporas y de los
granos de polen, así como, proporciona materia
prima para la formación de la esporodermis, en
especial de la exina (Pacini, 2010; Fernández
et al., 2015).
La microsporogénesis en A. rosea es simul-
tánea y se forman tétradas de microsporas en
disposición tetraédrica, situación que es común
en varios grupos de plantas incluida Malvaceae
(Furness et al., 2002; Furness & Rudall, 2004).
Sin embargo, este patrón de microsporogénesis
por lo general determina la formación de gra-
nos de polen con tres aberturas, que es el más
común en eudicotiledóneas y se explica por
los puntos de contacto de las microsporas en la
tétrada (Furness & Rudall, 2004). No obstante,
los granos de polen de A. rosea son pantopora-
dos, lo cual no se podría explicar por el modelo
de contacto de las microsporas y al parecer está
determinado por la presencia de acumulacio-
nes regulares de calosa durante la formación
de la tétrada (Prieu et al., 2019). Durante la
microsporogénesis en plantas el depósito de la
esporodermis es centrípeto, es decir, primero
se deposita la exina formada principalmente
de esporopolenina y posteriormente se forma
la intina que está formada por componentes de
pared primaria (Blackmore et al., 2007; Pacini
& Hesse, 2012). Este patrón de depósito de la
esporodermis se verificó en A. rosea y se obser-
vó que la exina toma una tinción azul-turquesa
por la presencia de esporopolenina cuando se
tiñe con TBO, en tanto que la intina se tiñe de
color violeta indicando la presencia de compo-
nentes de pared primaria, lo cual es congruente
con trabajos anteriores que indican la utilidad
de esta tinción diferencial para detectar estos
compuestos en los granos de polen e incluso
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en las esporas de plantas (Rincón et al., 2019;
Rincón et al., 2021).
Varios trabajos describen la morfología
polínica en la familia Malvaceae s.l. y demues-
tran su condición euripalínica con diversidad
de aberturas, estructura y escultura de la espo-
rodermis (Bayer & Kubitzki, 2003; Perveen
& Qaiser, 2009; Bibi et al., 2010; Hamdy
& Shamso, 2010; Saba & dos Santos, 2015;
Rincón et al., 2021); aunque el tipo panto-
porado, con espinas de base mamelonada es
el que caracteriza a las Malvaceae s.s. (Erdt-
man, 1986; Saba & dos Santos, 2015) lo cual
coincide con las observaciones hechas en este
trabajo para A. rosea. Mas aun, algunos autores
han tenido en cuenta la diversidad del polen
para dilucidar la taxonomía y filogenia de la
familia (Christensen, 1986; Culhane & Blac-
kmore, 1988), considerando a las Malvaceae
s.s. como grupo monofilético y Bombacaceae,
Sterculiaceae y Tiliaceae como parafiléticos
(Cronquist, 1988; Judd & Manchester, 1997;
Whitlock, 2002).
La morfología palinológica de Alcea spp
es descrita por varios autores (Cabi et al.,
2009). Sin embargo, algunos caracteres como
la ultraestructura de la pared, disposición de la
intina y formación de las espinas no han sido
aclarados. La morfología de la esporodermis es
muy característica en la Tribu Malveae y la dis-
tingue de otras tribus, siendo la ectexina nota-
blemente más delgada que la endexina como en
Alcea y Bordasia (Christensen, 1986; Erdtman,
1986; Cuadrado, 2003), sin embargo, existen
excepciones en algunos géneros de Malveae
como Palaua spp, en el que no se observa esta
diferencia en grosor y ambas capas son simila-
res (Schneider et al., 2009).
En A. rosea las características del téctum
con abundantes perforaciones junto al escaso
grosor que posee la ectexina lo hace muy frágil
y se observa que se disgrega fácilmente en las
zonas aberturales. Sobre la esporodermis se
deposita una delgada capa de polenkit que no
cubre los procesos ornamentales supratectales,
algo mencionado por Lunau et al., (2014),
quienes explican además que la longitud de las
espinas y el tamaño del grano en A. rosea entre
otras especies, obstaculizan la recolección y el
transporte del polen por insectos corbiculados,
lo cual implica una defensa mecánica que
minimiza el forrajeo y consumo de granos de
polen. En contraste en esta investigación se
observó que abejas del género Trigona juntan
abundante cantidad de polen en las corbículas
de sus patas (E. Rincón-Barón, observación
personal, 15 de diciembre de 2020). Estas
observaciones están acordes con la propuesta
de que la morfología equinada de los granos de
polen se relaciona estrechamente con la polini-
zación de tipo entomófila (Sannier et al., 2009;
Tanaka et al., 2004; Wang & Dobritsa, 2018).
Sin embargo, estudios recientes han indicado
que ni el tamaño de los granos de polen, ni
la micromorfología con la presencia de largas
espinas, pueden explicar de forma certera la
capacidad de recolección de los granos de
polen por insectos corbiculados y proponen la
importancia del polenkit en este aspecto (Konz-
mann et al., 2019); aunque A. rosea presenta
polenkit, apoyar esta hipótesis necesitaría de
más investigación.
En general la intina presenta engrosa-
mientos a nivel de las aberturas o mantiene el
grosor de la zona no abertural (Blackmore et
al., 2007). Se documentó aquí en A. rosea, por
medio de las diferentes tinciones y la obser-
vación con microscopía fotónica, una notoria
prolongación de esta capa celulósica en los
poros, zonas de germinación del tubo polínico,
que podría ser mal interpretada como orna-
mentación de una membrana del poro. Esta
característica fue observada por los autores en
trabajos realizados con MET en otros géneros
como Waltheria L. (Saba & dos Santos, 2015)
aunque no se menciona este rasgo. Es intere-
sante, además, referir la presencia en el género
Malvaceae citado un tipo novedoso de intina
con estructura similar a columelas.
En cuanto a la ornamentación en Malva-
ceae está formada por procesos supratectales,
sin embargo, éstos difieren según las tribus,
en Malveae es heterogénea, se encuentran
espinas, báculas y gemas de diferente tamaño,
estas diferencias son poco frecuentes en otras
tribus de la familia en la que los procesos son
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homogéneos (Christensen, 1986). En A. rosae
se ha observado esta variación coincidiendo
con El Naggar y Sawady (2008) y en contrapo-
sición a lo detallado por Culhane y Blackmore
(1988) quienes señalan que las Malveae, y
especialmente la especie citada no poseen dife-
rencias siendo los procesos homogéneos.
Se observa en esta investigación, ade-
más, por primera vez, el grado menor de
electrodensidad, con un tono más claro de los
elementos ornamentales supratectales, estas
características fueron advertidas por Cabi et
al. (2009) al observar las figuras del polen de
Alcea biennis Winterl y A. guestii Zohary en
una investigación sobre Malvaceae de Turquía,
aunque estos autores no hacen referencia a este
detalle en su publicación. Esta característica
de electrodensidad también ha sido descrita
en otras angiospermas no emparentadas, como
Canna spp (Ciciarelli et al., 2010) e indicarían
una diferencia en la composición química de
la esporopolenina que forma estos procesos.
Durante la microsporogénesis los patrones de
la exina son determinados durante la etapa en
que la tétrada está recubierta por calosa (Bar-
nes & Blackmore, 1986; Blackmore & Barnes,
1985; Blackmore & Barnes, 1987), sin embar-
go, investigaciones bien documentadas sobre
la formación de la pared, especialmente de las
espinas, en Hibiscus syriacus L. demuestran
que el desarrollo de estos elementos es poste-
rior al estadio de tétrada, o sea no son homólo-
gos a otros procesos de la exina (Takahashi &
Kouchi, 1988).
Los tricomas nectaríferos florales han
sido registrados en algunos grupos de plantas
(Vogel, 1997; Lopes et al., 2002; Stpiczyńska et
al., 2018; Tölke et al., 2018; Tölke et al., 2019).
Sin embargo, estos son característicos de la
mayoría de las Malvaceae, en esta familia se ha
indicado la presencia de tricomas nectaríferos
multicelulares glandulares densamente agrupa-
dos en la superficie del cáliz, corola y algunas
veces en la base del andróforo o androginóforo
(Sawidis et al., 1987; Judd & Manchester,
1997; Vogel, 2000; Bayer & Kubitzki, 2003;
Espolador-Leitão et al., 2005; Goldberg, 2009;
Lattar et al., 2009; Muneratto et al., 2014;
Lattar et al., 2018). En contraste, en esta inves-
tigación se registra por primera vez la presencia
de tricomas nectaríferos unicelulares glandu-
lares capitados, densamente agrupados en los
filamentos estaminales. La presencia de estas
estructuras podría explicar la intensa actividad
de los polinizadores sobre el andróforo de A.
rosea (E. Rincón-Barón, observación personal,
15 de diciembre de 2020).
El estudio de la microsporogénesis y pali-
nológico presentado aquí ha actualizado y
ampliado la información conocida hasta el
momento sobre A. rosea y sobre las Malvaceae
en general, profundizando los datos relaciona-
dos con la ontogenia de las anteras, tétradas,
microsporas, esporodermis y de la morfología
y formación de los procesos supratectales,
ornamentación y la ultraestructura de los gra-
nos de polen.
Declaración de ética: los autores declaran
que todos están de acuerdo con esta publica-
ción y que han hecho aportes que justifican
su autoría; que no hay conflicto de interés de
ningún tipo; y que han cumplido con todos los
requisitos y procedimientos éticos y legales
pertinentes. Todas las fuentes de financiamien-
to se detallan plena y claramente en la sección
de agradecimientos. El respectivo documento
legal firmado se encuentra en los archivos de
la revista.
AGRADECIMIENTOS
Los autores agradecen a las siguientes
instituciones y personas: a la Universidad de
Santander (UDES) por el apoyo financiero y
a la Universidad del Cauca (UNICAUCA) por
su apoyo técnico e infraestructura. A la Cor-
poración Colombiana de Investigación Agro-
pecuaria (AGROSAVIA). A María Giomar
Nates-Parra, Universidad Nacional de Colom-
bia (UNAL) y a Alejandro Botero Galvis por la
identificación del género de abeja que regular-
mente visita a A. rosea.
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RESUMEN
Introducción: Los estudios sobre microsporogénesis,
micromorfología y estructura de los granos de polen en
Malvaceae son escasos.
Objetivos: Describir el proceso de microsporogénesis y
aspectos micromorfológicos de los granos de polen en A.
rosea.
Métodos: Se procesaron más de 30 andróforos de acuerdo
con los protocolos estándar para incrustar y seccionar en
parafina. Las secciones obtenidas se tiñeron con Azul de
Safranina-Alcian, las anteras inmaduras y no fijadas se
tiñeron con Azul de anilina. Se procesaron secciones de
resina adicionales de los andróforos y se tiñeron con azul de
toluidina. Se observaron secciones ultrafinas con microsco-
pía electrónica de transmisión (MET). Para la observación
con microscopía electrónica de barrido (MEB), el material
se fijó y deshidrató en 2,2 dimetoxipropano, luego se secó
hasta un punto crítico y se recubrieron con oro.
Resultados: las anteras se diferencian de una masa celular
en los extremos distales de los filamentos del estambre.
La pared de la antera madura presenta una capa externa de
células epidérmicas y una capa interna, el endotecio. Las
células madre de microesporas se dividen por mitosis y
luego experimentan meiosis para formar tétradas. El tapete
es inicialmente celular y forma una sola capa de células
y luego pierde integridad celular al invadir el lóculo de
microsporangio, formando un periplasmodio. Durante la
formación de la esporodermis, primero se deposita la exina
y luego la intina. Para el momento de la liberación de los
granos de polen, el tapete se ha degenerado por comple-
to. Los granos de polen son pantoporados, apolares, con
simetría radial, esferoidales, con espinas, báculas, gránulos
y microgránulos. El téctum está perforado con fovéoleas
dispuestas homogéneamente en toda la superficie y con
polenkit. La exina es ancha (5-6 µm) y consta de una ende-
xina gruesa de 3.5 a 4 µm y una ektexina fina (0.6-0.7 µm).
La ultraestructura muestra columelas claramente definidas
formando el infratéctum. Se aprecian tricomas nectaríferos
unicelulares glandulares capitados (TG) cubriendo toda la
superficie de los filamentos de los estambres.
Conclusiones: La estructura y desarrollo de las anteras
sigue los patrones conocidos de las angiospermas. La
microsporogénesis simultánea y el depósito centrípeto de la
esporodermis se han descrito previamente para Malvaceae.
Palabras clave: Malvaceae; microspora; palinología; pan-
toporado; esporodermis; tapete; ultraestructura.
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