1
Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075, Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
Microsporogénesis y ultraestructura de los granos
de polen de la mora andina Rubus glaucus (Rosaceae)
Edgar Javier Rincón-Barón1*; https://orcid.org/0000-0003-1347-171X
Gerardo Andrés Torres-Rodríguez2; https://orcid.org/0000-0003-2381-2936
Diego A. Zarate3; https:// orcid.org/0000-0001-96303927
Viviana Lucia Cuarán3; https://orcid.org/0000-0001-7295-0046
Carolina Santos-Heredia1; https://orcid.org/0000-0001-7617-0581
Lilian M. Passarelli4; https://orcid.org/0000-0002-8870-8622
1. Grupo de Investigación en Ciencias Básicas y Aplicadas para la Sostenibilidad-CIBAS, Facultad de Ciencias Naturales;
Facultad de Ciencias Médicas y de la Salud, Universidad de Santander, calle 70 No 55-210, Campus Universitario Lagos
del Cacique, Bucaramanga, Colombia; ed.rincon@mail.udes.edu.co (*Correspondencia), car.santos@mail.udes.edu.co
2. Unidad de Microscopía Electrónica, Museo de Historia Natural, Universidad del Cauca, Popayán, Cauca, Colombia,
carrera 2 # 1A-25; gator@unicauca.edu.co
3. Centro de Investigación La Suiza, Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria (AGROSAVIA). Km. 32,
vía al mar, Vereda Galápagos, Rionegro, Santander, Colombia; dzarate@agrosavia.co, vcuaran@agrosavia.co
4. Laboratorio de Estudios de Anatomía Vegetal Evolutiva y Sistemática (LEAVES), Facultad de Ciencias Naturales;
Museo de La Plata, Universidad Nacional de la Plata, La Plata, Argentina, 64 entre 120 y diagonal 113, B1904 E;
lmpassarelli@yahoo.com.ar
Recibido 06-VII-2023. Corregido 04-III-2024. Aceptado 11-IV-2024.
ABSTRACT
Microsporogenesis and ultrastructure of pollen grains in Rubus glaucus (Rosaceae)
Introduction: Studies on the microsporogenesis of Rubus glaucus are non-existent and little is known about the
ultrastructure of the pollen grains.
Objectives: To describe the microsporogenesis process, and ultrastructural aspects of the pollen grains in Rubus
glaucus.
Methods: Flowers at different developmental stages were embedded in paraffin. Sections were stained
with Safranin-Alcian Blue, PAS-Amidoblack and Lacmoid or included in resin and stained with toluidine
blue. Ultrathin sections were examined by transmission electron microscopy (TEM). For scanning electron
microscopy (SEM) observation, the material was fixed and dehydrated in 2.2 dimethoxypropane, then with
Hexamethyldisilazane (HMDS), and the samples were coated with gold.
Results: Anthers are differentiated by a cellular mass at the ends distal to the staminal filaments. During devel-
opment, the anther wall presents several cellular layers and at maturity, they are reduced to the epidermis and
the endothecium. Microsporocytes undergo simultaneous meiosis and form tetrahedral tetrads. The tapetum
develops secretory activity until pollen grains are released, then the cellular content undergoes autolysis. During
sporodermis formation, the exine is first deposited and then the intine in a centripetal form. The pollen grains are
tricolporate, isopolar, oblate to peroblate, with radial simetry, circular in outline with blunt apices in polar view,
ellipsoidal in equatorial view. The exine is thick, tectated, striate perforate. The sporodermis presents an ectexine
formed by a tectum interrupted by perforations and thick columellae. Colpus membrane presents small exine
granules and orbicules on the surface. The intine develops known structural patterns. Pollenkitt is inconspicuous.
https://doi.org/10.15517/rev.biol.trop..v72i1.55748
BOTÁNICA Y MICOLOGÍA
2Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
INTRODUCCIÓN
El género Rubus L. pertenece a la fami-
lia Rosaceae (Alice & Campbell, 1999; The
Angiosperm Phylogeny Group et al., 2016;
Bayer & Kubitzki, 2003) con más de 750 espe-
cies y es uno de los géneros más diversos dentro
de la familia (Alice & Campbell, 1999; Alice et
al., 2014; The Angiosperm Phylogeny Group
et al., 2016; Graham & Brennan, 2018; Ramí-
rez, 2023). El género ha sido tradicionalmente
subdividido en 12 subgéneros (Focke, 1910;
Focke, 1911; Focke, 1914), sin embargo, poste-
riormente se reconocen 13 subgéneros (Potter
et al., 2007); no obstante, la mayoría de estos
grupos no son naturales, siendo parafiléticos y
polifiléticos (Alice & Campbell, 1999; Carter et
al., 2019; Wang et al., 2016).
Rubus es un género con gran núme-
ro de especies con similares características
morfológicas, así mismo, en este género es
común la hibridación, la poliploidía y la apo-
mixis, lo cual ha dificultado la circunscripción
específica, convirtiéndolo en un reto sistemá-
tico y taxonómico dentro de las angiospermas
(Alice & Campbell, 1999; Bayer & Kubitzki,
2003; Clark & Jassieniuk, 2012; Foster et al.,
2019; Graham & Brennan, 2018; Weber, 1996).
Las especies del género Rubus se distribuyen
en todos los continentes a excepción de la
Antártida, pero son especialmente abundan-
tes en las zonas templadas y subtropicales
del hemisferio norte, principalmente en Norte
América, Europa y Asia (Alice & Campbell,
1999; Focke, 1910; Focke, 1911; Focke, 1914;
Graham & Brennan, 2018; Hummer, 2017; Lu
& Bouford, 2003; Ramírez, 2023; Wang et al.,
2016), también se registran varias especies en
Centro América y los Andes, pocas especies
son encontradas en África, Australia y Oceanía
Conclusion: Anthers structure and development follows the known patterns of angiosperms. Simultaneous
microsporogenesis and centripetal deposition of the sporodermis, as well as ornamentation patterns, have been
previously described for the Rosaceae Family.
Key words: blackberry; microspore; palynology; pollen ontogeny; Rosaceae; sporodermis; tapetum.
RESUMEN
Introducción: Los estudios sobre la microsporogénesis de Rubus glaucus son inexistentes y poco es conocido
sobre la ultraestructura del polen.
Objetivos: Describir la microsporogénesis, y la ultraestructura de los granos de polen en Rubus glaucus.
Métodos: Flores en diferentes etapas de desarrollo fueron incluidas en parafina o en resina. Las secciones se tiñe-
ron con Safranin-Alcian Blue, PAS-Amidoblack y Lacmoid o incluidas en resina y teñidas con Azul de Toluidina.
Secciones ultrafinas fueron observadas mediante microscopía electrónica de transmisión (MET). Para la obser-
vación con microscopía electrónica de barrido (MEB), el material se fijó y se deshidrató en 2.2 dimetoxipropano,
luego se usó hexametildisilazano (HMDS) y las muestras se recubrieron con oro.
Resultados: Las anteras se diferencian a partir de una masa celular en los extremos distales de los filamentos
estaminales. Inicialmente, la pared de las anteras presenta varias capas celulares y al madurar se reducen a la
epidermis y al endotecio. Los microsporocitos experimentan meiosis simultánea y forman tétradas tetraédricas.
El tapete desarrolla actividad secretora hasta que se liberan los granos de polen, luego el contenido celular se
desorganiza y experimenta autólisis. Al formarse la esporodermis, primero se deposita la exina y luego la intina
en forma centrípeta. Los granos de polen son tricolporados, isopolares, oblados a peroblados, con simetría radial,
de contorno circular con ápices romos en vista polar, elipsoidales en vista ecuatorial. La exina es gruesa, tectada,
perforada estriada. La ectexina está formada por un tectum interrumpido por perforaciones y gruesas columelas.
La membrana del colpo posee pequeños gránulos como restos de exina y orbículas en la superficie. La intina
desarrolla patrones estructurales conocidos. El polenkit es inconspicuo.
Conclusión: El desarrollo de las anteras sigue los patrones de las angiospermas. La microsporogénesis simultá-
nea, el depósito centrípeto de la esporodermis, y los patrones de ornamentación observados han sido descritos
previamente para la Familia Rosaceae.
Palabras clave: esporodermis; microspora; mora; ontogenia del polen; palinología; Rosaceae; tapete.
3
Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075, Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
(Araque-Castellanos, et al., 2021; Cancino-
Escalante, et al., 2011; Espinosa et al., 2016;
Graham & Brennan, 2018; Hummer, 2017;
Ramírez, 2023).
A pesar de la importancia económica de
muchas especies de plantas pertenecientes al
género Rubus no se encuentran trabajos deta-
llados relacionados con los procesos ontoge-
néticos de la formación de los granos de polen.
Sin embargo, es importante aclarar que se han
hecho esfuerzos en la descripción micromorfo-
lógica y ultraestructural de los granos de polen
maduros en varias especies del género Rubus,
lo cual ha ayudado en la comprensión y enten-
dimiento de algunos aspectos de su taxonomía,
sistemática y evolución (Hebda & Chinnappa,
1994; Kostryco & Chwil, 2021; Kostryco et al.,
2020; Lechowicz et al., 2020; Lechowicz et al.,
2021; Lechowicz et al., 2022; Wrońska-Pilarek
et al., 2012; Xiong et al., 2019).
Rubus glaucus Benth. pertenece al subgé-
nero Rubus y es conocida como la mora andina
o mora de Castilla, esta especie se distribuye
desde Centro América hasta los Andes, donde
pasó de ser una especie silvestre a ser una
ampliamente cultivada en la región Andina por
el sabor y calidad de sus frutos; siendo la mayo-
ría de los trabajos sobre esta especie de tipo
agronómico y algunos que resaltan la impor-
tancia de esta pluridrupa con potencial fuente
de antioxidantes, polifenoles, antocianinas y
hasta aplicaciones nanotecnológicas (Araque-
Castellanos, et al., 2021; Arozarena et al., 2012;
Cancino-Escalante et al., 2011; Espinosa, 2016;
Franco et al., 2020; Garzón et al., 2009; Hum-
mer, 2017; Kumar et al., 2017; Mertz et al., 2007;
Osorio et al., 2012; Ramírez, 2023; Samaniego
et al., 2020).
En relación con los granos de polen en
R. glaucus Solo López et al. (2019), Padilla et
al., (2017), y recientemente Ramírez (2023)
describen la micromorfología de los granos
de polen maduros, aunque son descripciones
generales utilizando microscopía electrónica de
barrido (MEB) y no se hicieron descripciones
ultraestructurales con microscopía electrónica
de transmisión (MET).
La presente investigación es la primera en
abordar de manera pormenorizada el proceso
de microsporogénesis en la especie R. glaucus,
prestando atención especial en la arquitectura y
morfología de las células arquesporiales, células
madre de las microsporas, formación y estruc-
tura de la pared de las anteras, descripción del
patrón de microsporogénesis, formación de la
esporodermis, estructura y función del tapete.
En relación con los granos de polen maduros
de R. glaucus, se presenta aquí por primera vez
un estudio completo con microscopía fotónica
(MF, MEB y MET), analizando la morfolo-
gía general, estratificación y ultraestructura de
la esporodermis.
MATERIALES Y MÉTODOS
Se tomaron más de 30 flores por cada etapa
del desarrollo floral empleado. Las muestras
fueron obtenidas en la Finca La Fortuna, vereda
El Polo, Municipio de Piedecuesta, Santander-
Colombia a 1970 m de altitud (7°59’16” N &
72°59’57.1” W) durante el mes de enero del
2022. Las flores se fijaron en una mezcla de
formol, etanol y ácido acético (FAA) por 24-48
horas a 6 °C. Posteriormente, se deshidrataron
en una serie gradual de etanol y dos pasos de
aclaramiento en Xilol (Ruzin, 1999) y se inclu-
yeron en Paraplast plus (Mc Cormick®) durante
12 horas a 55 °C. Se obtuvieron secciones
transversales y longitudinales con micrótomo
rotatorio MicroTec®, entre 5-7 m de grosor. Se
procedió a la tinción de las muestras con Safra-
nina-azul de Alcian para distinguir estructuras
con paredes primarias y secundarias. Adicional-
mente, muestras de las flores con anteras madu-
ras también fueron teñidas con la técnica de
PAS (Ácido peryódico de Schiff-Amidoblack)
para discriminar entre polisacáridos estructu-
rales y de reserva, además de la presencia de
proteínas. Se utilizó Lacmoid para teñir calosa
y determinar el patrón de microsporogénesis.
Para todas las tinciones se procedió de acuerdo
con literatura especializada (Demarco, 2017;
Rincón-Barón et al., 2020; Rincón-Barón et al.,
2021a; Rincón-Barón et al., 2021b; Ruzin, 1999;
Soukup, 2014). Muestras adicionales en los
4Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
diferentes momentos del desarrollo floral fue-
ron fijadas en Glutaraldehído al 2.5 % en buffer
fosfato 0.2 M pH 7.2 durante 24-48 horas a 6
°C. Luego de la fijación, las muestras se lavaron
en el mismo buffer seguido de agua destilada
para posteriormente post-fijarlas con Tetróxido
de Osmio al 2 % por 2 horas a 6 °C en oscuridad
y agitación constante. Finalmente, las muestras
se deshidrataron durante una hora en una serie
ascendente de etanol y durante 12 horas etanol
al 100 %. Las muestras se embebieron en mez-
clas progresivas de óxido de propileno-resina
Spurr, por una semana a temperatura ambien-
te. Se hicieron varios cambios de resina pura
durante seis días en agitación constante. La
resina fue polimerizada a 60 °C por 48 horas. Se
obtuvieron secciones de 0.5-0.7 m de grosor
con cuchillas de vidrio en un Ultramicrótomo
Leica Ultracut UCT®; las cuales se tiñeron con
azul de Toluidina (TBO) en bórax al 1 %, pH
3.6 por 30-60 segundos que además de permitir
la descripción entre tejidos de pared primaria
y secundaria, permite diferenciar esporopo-
lenina (Rincón-Barón et al., 2021a). Para más
datos morfológicos y estructurales, muestras
de las anteras maduras procesadas en parafina
y teñidas con Safranina Azul de Alcian se exa-
minaron empleando el filtro de triple banda de
excitación DAPI-FITC-Texas; el cual incorpora
un filtro de excitación con ventanas de paso de
banda angostas en las regiones espectrales vio-
leta (395-410 nm), azul (490-505 nm) y verde
(560-580 nm). Todas las secciones obtenidas
se examinaron con un microscopio fotónico
Nikon eclipse Ni equipado con el sistema de
contraste diferencial de interferencia (CDI).
Las fotografías se obtuvieron con cámara digi-
tal Nikon DS-Fi1® utilizando el programa NIS
Elements versión 4.30.02 de Nikon.
Así mismo y aplicando el procesamiento de
las muestras en resina descrito anteriormente se
hicieron secciones ultrafinas de 70 a 90 nm de
grosor con cuchilla de diamante para MET con
el fin de detallar la pared de los granos de polen
maduros. Estas secciones se contrastaron con
acetato de uranilo y citrato de plomo durante
10 y 5 minutos respectivamente y se observaron
con un microscopio electrónico de transmisión
JEOL JEM 1200 EX.
Para llevar a cabo las descripciones morfo-
lógicas de los granos de polen con MEB, mues-
tras de las anteras maduras se deshidrataron en
2.2 Dimetoxipropano acidificado por 2 a 3 días,
realizando un cambio del solvente durante este
tiempo (Halbritter et al., 2018). Finalmente, se
hicieron dos cambios en etanol absoluto duran-
te 30 minutos cada uno y se pasó a una mezcla
1:1 Hexametildisilazano (HMDS)- etanol al 100
% durante toda la noche y luego en HMDS puro
durante dos horas, posteriormente se permitió
que el HMDS se evaporara en desecador de
vidrio (Chissoe et al., 1994). Las muestras se
montaron sobre cinta conductiva de carbono de
doble cara y se recubrieron con oro utilizando
un cobertor iónico Quorum SC7620 durante
10 minutos. El porcentaje relativo de granos
abortivos se determinó por observación directa
y recuento. Las observaciones y registro foto-
gráfico se realizaron en un microscopio elec-
trónico de barrido Carl Zeiss Evo 15 HD. Para
las descripciones en general se utilizaron los
términos sensu Crang et al. (2018), Halbritter
et al. (2018) y Punt et al. (2007). Las medidas
de los granos de polen maduros están represen-
tadas por la medida mínima, media y medida
máxima utilizando un N = 30.
RESULTADOS
En R. glaucus se pudieron diferenciar cinco
estadios del desarrollo floral claramente dife-
rentes a nivel morfoanatómico, estas etapas
están relacionadas con los principales eventos
ontogenéticos de la formación de las anteras y
granos de polen (Fig. 1A). En sección transver-
sal, las flores maduras de R. glaucus presentan
ovario con múltiples carpelos y gran cantidad
de estambres (Fig. 1B). A partir del estado
más inmaduro se logró apreciar la presencia
de filamentos estaminales en cuyo extremo se
desarrolla una masa celular diferenciada, for-
mada por tejido arquespórico a partir del cual
se forma el tapete celular y pared de las anteras
(Fig. 1C); para este momento del desarrollo
el tapete está constituido por una sola capa
5
Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075, Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
Fig. 1. Microsporogénesis de Rubus glaucus. A. Estadios del desarrollo floral. B. Sección trasversal de una flor. Se aprecian
los estambres y el ovario con múltiples carpelos. C. Región apical del filamento estaminal. Se observa el tejido arquespórico
y el tapete. D. Anteras diferenciadas. Se detallan las células madre de las microsporas y la pared de las anteras. E. Tétrades
tetraédricas de microsporas. Se aprecia el tapete celular y calosa alrededor de las microsporas y de las tétrades polínicas
(Lacmoid) formando una tinción azul. F.-H. Microsporas en maduración (Azul de toluidina). En F. se aprecia la exina y el
tapete secretor. En G. la exina se ha engrosado y el tapete secretor persiste. En H .se aprecia la exina y la intina, el tapete
secretor sufre autolisis. Se aprecian microsporas abortadas. I.-J. Antera y granos de polen maduros. En I. se aprecian los
restos o remanentes del tapete. Para este momento del desarrollo en la pared de la antera se observa la epidermis, se ha
diferenciado el endotecio y el estomio se percibe claramente. En J. se detallan los granos de polen maduros. CA: capa de
calosa; CM: células madre de las microsporas; CO: colpo; DU: drusas de oxalato de Calcio; EF: engrosamientos fibrilares;
EN: endotecio; EP: epidermis; ES: estambres; EST: zona del estomio; Ex: exina; GI: gineceo; IN: intina; MA: microsporas
abortadas; MI: microsporas; NU: núcleo de las microsporas; NUG: núcleo del grano de polen; NUL: nucleolo; OV: Ovario;
PA: pared de la antera; PL: polen; RF: receptáculo floral; RT: restos del tapete celular; TA: tejido arquespórico; TC: tapete
celular; TR; tétrades polínicas tetraédricas; VF: verticilos vegetativos. / Fig. 1. Rubus glaucus microsporogenesis. A. Stages
of floral development. B. Cross section of a flower. The stamens and the ovary with multiple carpels can be seen. C. Apical
Continúa en página siguiente…
6Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
uniestratificada de células de contorno entre
rectangular a cuadrado con núcleo en posición
central y que ocupa la mayor parte del citoplas-
ma con un prominente nucleolo y citoplasma
de apariencia granular. Citológicamente, las
células del tejido arquespórico son similares a
las del tapete celular, solo que estas presentan
un contorno más redondeado y los granos de
polen se aprecian tricolporados (Fig. 1J).
Así mismo, en este punto del desarrollo,
se aprecia que la pared de las anteras está
constituida por una epidermis claramente dife-
renciada y tres capas de células parietales de
apariencia parenquimatosa localizadas entre
el tapete y la epidermis (Fig. 1C). Con el creci-
miento y maduración, el tejido arquespórico se
diferencia para formar las células madre de las
microsporas, estas células presentan contorno
globoso con paredes primarias engrosadas, un
núcleo prominente y se encuentran densamente
empaquetadas en el lóculo del microsporangio,
rodeadas por una capa uniestratificada de tape-
te celular; para este momento del desarrollo,
la pared de la antera mantiene su estructura
morfoanatómica y se empieza a diferenciar
el estomio (Fig. 1D). Después de experimen-
tar citocinesis meiótica simultánea, las células
madre de las microsporas forman tétrades de
microsporas en disposición tetraédrica rodea-
das con una gruesa capa de calosa que se obser-
va de color azul claro al teñir con Lacmoid (Fig.
1E). Posteriormente, las microsporas se separan
de las tétrades en el lóculo del microsporangio
y estas forman primero la exina que se aprecia
de un color azul turquesa al teñirlas con Azul de
Toluidina, mientras tanto el tapete mantiene su
integridad (Fig. 1F). A medida que las micros-
poras maduran la exina se va engrosando y en
la pared de la antera se aprecia que las células
epidérmicas adquieren un contorno rectangu-
lar y las tres capas de células parietales se ven
más grandes y de contorno rectangular, así
mismo el tapete celular persiste (Fig. 1G). Con
el progreso de la ontogenia, las microsporas
forman la intina que se tiñe de azul oscuro con
Azul de Toluidina, las microsporas presentan
un citoplasma de apariencia vacuolada y un
núcleo con un prominente nucleolo, en el
microsporangio es posible observar abundantes
microsporas abortadas (alrededor del 33 %) y
el tapete ha experimentado autolisis (Fig. 1H).
Finalmente, las microsporas se diferencian
para formar los granos de polen maduros,
cuyo citoplasma se tiñe intensamente de azul
oscuro con Azul de Toluidina (Fig. 1I, Fig.
1J); para este momento de la microsporogé-
nesis, se evidencia que en pared de la antera
se ha diferenciado el endotecio a partir de las
células parietales parenquimatosas, y este está
formado por dos estratos de células de contor-
no rectangular con engrosamientos fibrilares
lignificados; así mismo, el estomio se ha estruc-
turado por completo (Fig. 1I). Para el momento
de la liberación de los granos de polen, la exina
e intina se han desarrollado
region of the staminal filament. The archesporic tissue and the tapetum are observed. D. Differentiated anthers. Microspore
mother cells and the anther wall are detailed. E. Tetrahedral tetrads of microspores. The secretory tapetum and callose
around the microspores in the tetrads (Lacmoid) are appreciated as a blue stain. F.-H. Maturing microspores (Toluidine blue).
In F. The exine and secretory tapetum can be seen. In G. the exine has thickened and the secretory tapetum persists. In H. the
exine and intine can be observed, the secretory tapetum undergoes autolysis. Aborted microspores can be seen. I.-J. Anther
and mature pollen grains. In I. remnants of the cellular tapetum can be observed. By this time of development, the epidermis
is notorious in the wall of the anther, the endothecium has differentiated and the stomium can be clearly seen. In J. the
mature pollen grains are detailed. CA: callose layer; CM: Microspore mother cells; CO: colpus; DU: Calcium oxalate druses;
EF: fibrillar thickenings; EN: endothecium; EP: epidermis; ES: stamens; EST stomium area; Ex: exine; GI: gynoecium; IN:
intine; MA: aborted microspores; MI: microspores; NU: microspore nucleus; NUG: pollen grain nucleus; NUL: nucleolus;
OV: Ovary; PA: anther wall; PL: pollen; RF: flower receptacle; RT: remnants of the cellular tapetum; TA: archesporic tissue;
TC: cellular tapetum; TR; tetrahedral pollen tetrads; VF: vegetative whorls.
…viene de la página anterior.
7
Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075, Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
Justo para el momento de la antesis, los
granos de polen maduros presentan abundantes
gránulos de almidón, los cuales se evidencian
por la coloración purpura al usar la tinción de
PAS-Amidoblack (Fig. 2A). Al observar las sec-
ciones de las anteras maduras con fluorescencia
teñidas con Safranina-Azul de alcian y empe-
lando el filtro de triple banda de excitación
DAPI-FITC-Texas, las microsporas abortadas
son evidentes y se aprecia que el endotecio ha
alcanzado su mayor grado de desarrollo, con
engrosamientos fibrilares fuertemente lignifi-
cados (Fig. 2B).
Los granos de polen son liberados en
mónades, tricolporados, isopolares, con sime-
tría radial, pequeños P: (10) 12.3 (14) µm x E:
(22) 24.5 (27) µm (Fig. 1J), P/E: 0.5 (Fig. 2C),
oblados a peroblados (Fig. 2C). Presentan AMB
de contorno triangular, con vértices romos
en vista polar, elipsoidales en vista ecuatorial
(Fig. 2D). Colporo formado por un colpo de 20
(21.6) 26.2 µm, por entre 10 (12) 14 y un poro
notablemente expuesto (Fig. 2D, Fig. 2E), el
colpo se extiende hasta los polos (Fig. 2D, Fig.
2E, Fig. 2F). La membrana del colpo presen-
ta repliegues, con abundantes microgránulos,
constituidos por ectexina (es la capa que se
encuentra en la zona más externa de la exina),
y por orbículas depositadas sobre la superficie
(Fig. 2E, Fig. 2F). Exina bien desarrollada de
1.2-1.4 µm, tectada, estriado-perforada, con
estrías paralelas al eje polar distribuidas en
forma homogénea y perforaciones de diámetro
variable menores a un micrómetro (Fig. 2F). La
ultraestructura de la esporodermis observada
con MET, muestra que la exina está formada
por dos capas, la ectexina, constituida por un
tectum contínuo en zonas con columelas uni-
das y por zonas interrumpidas, en las que que-
dan báculas libres formando las perforaciones
en el tectum (Fig. 2G), y la endexina compacta
de menor grosor (capa más interna de la exina)
(Fig. 2H). La intina es delgada en la zona inte-
rabertural (0.3 µm), notoriamente extendida en
las aberturas con el doble de espesor (0.6 µm)
(Fig. 2I). En las secciones y montajes hechos
para MET y MEB no se aprecia polenkit.
DISCUSIÓN
En la familia Rosaceae son escasos los tra-
bajos que describan los procesos de formación
de las anteras (Çetinba & Ünal, 2015; Sumner
& Remphrey, 2005) y microsporogénesis; la
mayoría se enfoca en otras plantas de interés
económico, como duraznos, ciruelas y cerezas
(Akšić et al., 2016; Çetinba & Ünal, 2015;
Fadón et al., 2019; Feng et al., 2016; Hajnal
et al., 2013; Julian et al., 2011; Ontivero et al.,
2005; Radice & Galati, 2006; Rahmani et al.,
2012; Sumner & Remphrey, 2005; Szalay &
Remphrey, 2002; Ye et al., 2010). En una prime-
ra etapa se forma una masa celular diferenciada
en el extremo distal de los filamentos estami-
nales; esta masa llamada tejido arquespórico
formará las células madre de las microsporas y
los tejidos vegetativos que constituirán la pared
de las anteras. Esta pared está formada por
varios estratos celulares, en las etapas tempra-
nas del desarrollo, pero una vez que la antera
alcanza la madurez, justo para el momento de la
liberación de los granos de polen, termina for-
mada por el endotecio y el tejido epidérmico en
tanto que los demás estratos celulares parietales
degeneran (Çetinba & Ünal, 2015). Este patrón
histológico es similar en estructura y función al
observado aquí por primera vez en R. glaucus
y coincide con el patrón general que presenta
la mayoría de las eudicotiledóneas (Åstrand et
al., 2021; Davis, 1966; Fernández et al., 2015;
Kostryco & Chwil, 2021; Rincón-Barón et al.,
2021b; Rincón-Barón et al., 2023).
En similitud a lo descrito en otras Rosa-
ceae, la formación del endotecio en R. glaucus
comienza después de la meiosis y termina por
diferenciarse por completo para el momento de
la liberación del polen. Una vez que alcanza su
maduración, estructuralmente presenta engro-
samientos fibrilares lignificados (Çetinba &
Ünal, 2015; Fadón et al., 2019; Kostryco &
Chwil, 2021; Radice & Galati, 2006; Rahmani
et al., 2012). Sin embargo y en contraste a lo
anteriormente descrito por estos autores para la
familia, el endotecio en R. glaucus está formado
por dos estrados celulares en lugar de solo uno.
8Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
Fig. 2. Anteras y detalles morfológicos y ultraestructura de los granos de polen de Rubus glaucus. A-B. Sección trasversal
de las anteras. En A. se observan microsporas abortadas y en el citoplasma de los granos de polen se aprecian abundantes
gránulos de almidón (PAS-Amidoblack). En B. se aprecian microsporas abortadas; además que el endotecio está formado
por dos estratos celulares (Filtro DAPI-FITC-Texas, PAS-Amidoblack). C.-F. Granos de polen observados con MEB. En C.
detalles de los granos de polen tricolporados en vista ecuatorial y polar. Se reconoce la forma oblada. D. detalle de los granos
de polen en vista polar, se aprecian los colporos con orbículas en la superficie. En E. se detalla el colporo y los pliegues de
la membrana del colpo con orbículas sobre la superficie. En F. detalle de la micrornamentación de la esporodermis con
estrías paralelas al eje polar y perforaciones. G.-I. Granos de polen observados con MET. En G. detalle de la esporodermis,
se observa la exina y la intina más engrosada en la zona abertural. En H. detalle de la ultraestructura de la espordermis,
se aprecia la exina formada por tectum y endexina. En el tectum se observan las perforaciones y debajo las columelas. La
membrana basal se aprecia como una capa homogénea electrolúcida y la endexina como una capa electropaca y la intina
más gruesa. En I. detalle ultraestructural de la esporodermis en la región abertural. La intina se aprecia más engrosada
en esta zona y se observa restos de exina que forman el pliegue de la membrana del colpo. CO: colpo; COL: colporo; EF:
engrosamientos fibrilares del endotecio; EN: endotecio; ENX: endexina; ES: estrías; EX: exina; EXR: restos de exina que
forman el pliegue sobre el colpo; GA: gránulos de almidón; IN: intina; INE: intina engrosada en la abertura; MA: microsporas
abortadas; MB: membrana basal; MEC: membrana citoplasmática; OR: orbículas; PER: perforaciones del tectum; PL: polen;
PLI: pliegues sobre la membrana del colpo; TEC: tectum; VE: polen vista ecuatorial; VP: Polen vista polar; ZA: zona de la
abertura. / Fig. 2. Anthers and morphological details and ultrastructure of Rubus glaucus pollen grains. A.-B. Cross section
of the anthers. In A., aborted microspores are observed, and abundant starch granules (PAS-Amidoblack) are observed in
the cytoplasm of the pollen grains. In B., aborted microspores can be seen; In addition, the endothecium is made up of two
cell layers (DAPI-FITC-Texas Filter, Safranin-alcian blue). C.-F. Pollen grains observed with SEM. In C. details of tricolporate
pollen grains in equatorial and polar view. Oblate shape is recognized D. Detail of the pollen grains in polar view, showing the
colpori and the micro-ornamentation of the sporodermis with orbicules on the surface. In E., the colpus and the folds of the
colpus membrane with orbicules on the surface are detailed. In F. , detail of the micro-ornamentation of the sporodermis with
striations parallel to the polar axis and perforations. G.-I. Pollen grains observed with MEB. In G. detail of the sporodermis,
the exine and the thickened intine are observed in the aperture area. In H. detail of the ultrastructure of the spordermis, the
Continúa en página siguiente…
9
Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075, Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
En la mayoría de las especies de Rosaceae
se ha indicado la presencia del tapete secretor
(Çetinba & Ünal, 2015; Fadón et al., 2019;
Feng et al., 2016; Julian et al., 2011; Kostryco
& Chwil, 2021; Ontivero et al., 2005; Radice
& Galati, 2006; Sumner & Remphrey, 2005;
Watson & Dallwitz, 1991) presente hasta el
momento de la liberación de los granos de
polen, entonces sufre autólisis y degenera hasta
desaparecer, situación que se pudo apreciar en
esta investigación para el tapete secretor de R.
glaucus. Otros autores indicaron la presencia
de tapete plasmodial en algunas especies de
Rosaceae (Bhojvani & Soh, 2010; Rahmani et
al., 2012). Dado el estrecho contacto que se
observó entre las células madre de las micros-
poras y el tapete secretor de R. glaucus, este
facilitaría la maduración de estas células repro-
ductivas, así como, proporciona materia prima
para la formación de la exina (Fernández et al.,
2015; Furness & Rudall, 2004; Furness et al.,
2002; Pacini, 2010; Rincón-Barón et al., 2021b;
Rincón-Barón et al., 2023).
En R. glaucus la microsporogénesis es
simultánea y se forman tétrades de microspo-
ras en disposición tetraédrica con una gruesa
capa de calosa, este proceso culmina con la
formación de granos de polen tricolporados,
lo cual es ampliamente conocido en eudicotile-
dóneas incluidas las Rosaceae y se explica por
depósitos de calosa y los puntos de contacto
de las microsporas en la tétrade (Çetinba &
Ünal, 2015; Fadón et al., 2019; Feng et al., 2016;
Furness & Rudall, 2004; Furness et al., 2002;
Julian et al., 2011; Ontivero et al., 2005; Radice
& Galati, 2006; Rahmani et al., 2012; Sumner &
Remphrey, 2005).
En cuanto al depósito de la esporodermis
en R. glaucus se forma primero la exina que
está compuesta principalmente de esporopo-
lenina y luego se deposita la intina formada de
componentes de pared primaria, este patrón
de depósito centrípeto de la esporodermis es
coincidente con el descrito habitualmente en
plantas (Blackmore et al., 2007; Pacini & Hesse,
2012; Rincón-Barón et al., 2021a; Rincón-Barón
et al., 2021 b; Rincón-Barón et al., 2023).
En los lóculos de los microsporangios
en las anteras de R. glaucus es posible obser-
var abundantes microsporas abortadas (33%),
esta situación podría explicarse en parte por
los niveles de ploidía presentes en R. glaucus
tal y como lo señalan López et al. (2019).
No obstante, existen abundantes referencias
donde indican la susceptibilidad de la micros-
porogénesis a factores abióticos principalmente
relacionados con la temperatura y humedad,
que pueden afectar estos procesos de manera
negativa llevando a la menor producción de
granos de polen maduros y viables (Åstrand
et al., 2021; Aronne et al., 2021; De Storme &
Geelen, 2014; Dolferus et al., 2011; Hedhly,
2011; Iovane & Aronne, 2022; Pacini & Dolfe-
rus, 2019; Rosbakh et al., 2018; Thakur et al.,
2010). Estos trabajos señalan que los factores
ambientales relacionados con el estrés por calor,
bajas temperaturas y sequía afectan en especial
al tapete, que siendo un tejido tan importante
en varios pasos claves de las actividades meta-
bólicas de la microsporogénesis, puede pertur-
bar la formación de los granos de polen desde
la meiosis, interfiriendo con la posición natural
de los microtúbulos y por consiguiente afectan-
do la correcta separación de las microsporas
…viene de la página anterior.
exine formed by tectum and endexine can be observed. Perforations can be seen in the tectum and under it the columellae
are distinguished. The foot layer is seen as a homogeneous electropaque layer and the intine is thicker and more electrolucent.
In I. ultrastructural detail of the sporodermis in the aperture zone. The intine is thickened in this area and exine and the
remnants of the exine forming folds on the colpus are observed. CO: colpus; COL: colporus; EF: fibrillar thickenings of the
endothecium; EN: endothecium; ENX: endexine; ES: striae; EX: exine; EXR: exine remnants that form the fold over the
colpus; GA: starch granules; IN: intine; INE: thickened intina at the aperture; MA: aborted microspores; MB: foot layer;
MEC: membrana citoplasmática; OR: orbicules; PER: tectum perforations; PL: pollen; PLI: folds on the colpus membrane;
TEC: tectum; VE: pollen equatorial view; VP: pollen polar view; ZA: aperture zone.
10 Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
e incluso llevando a la segregación anormal
de los cromosomas. Así mismo, estos autores
indican que daños en el tapete causados por
los factores de estrés señalados, pueden afectar
desde el metabolismo de los carbohidratos en
especial de almidones y otros azúcares, hasta
interferir con los depósitos de precursores de
la esporopolenina a nivel de la exina, compro-
metiendo así el desarrollo de la esporodermis y
por consiguiente interfiriendo dramáticamente
en la formación de los granos de polen, todo
lo anterior podría estar relacionado con el alto
porcentaje de microsporas abortadas observa-
das en R. glaucus.
Aunque el estrés por temperatura y hume-
dad también pueden afectar a otras capas de la
pared de las anteras (Pacini & Dolferus, 2019;
Rosbakh et al., 2018) interfiriendo incluso en
la dehiscencia de estas y por ende la liberación
de los granos de polen maduros; en este trabajo
con R. glaucus no fue evidente ningún tipo
de alteración morfoanatómica que afectara a
estos tejidos y por consiguiente a la abertura
del estomio. Adicionalmente, Aronne et al.
(2021), Iovane & Aronne (2022) y Pacini &
Dolferus (2019), han indicado que incluso el
efecto adverso de los factores abióticos sobre la
microsporogénesis no necesariamente estaría
relacionado con largas exposiciones a estos
tipos de estrés, e indican que períodos cortos
de exposición al calor, frio o sequía durante los
momentos más susceptibles de la microsporo-
génesis, pueden afectar drásticamente la forma-
ción y desarrollo de los gametofitos masculinos.
Por lo anterior, estos mismos autores resaltan la
relación existente entre el cambio climático y
el efecto adverso sobre la formación del polen
que puede intervenir de manera negativa en
la agricultura y producción de alimentos, por
consiguiente, la necesidad de prestar atención
a estos aspectos de la biología reproductiva
de plantas que impacta directamente sobre la
seguridad alimentaria.
En cuanto a la morfología, varios traba-
jos describen al polen de la familia Rosaceae,
incluyendo a especies de Rubus, este género es
uno de los más numerosos en la Familia apro-
ximadamente 750 especies (Alice et al., 2014;
The Angiosperm Phylogeny Group et al., 2016;
Graham & Brennan, 2018; Ramírez, 2023), y
teniendo en cuenta su diversidad palinológi-
ca, muy bien documentada por Hebda et al.
(1994) en referencia a la Subfamilia Rosoideae
como la más heterogénea, se puede caracterizar
como euripalínico (Erdtman, 1969; Halbrit-
ter et al., 2018), a diferencia de lo expresado
por Monasterio-Huelin & Pardo (1995). Eide
(1981) realiza una amplia descripción de las
aberturas y de la compleja ornamentación de
las especies europeas de las Familia Rosaceae,
entre ellas, seis especies de Rubus. Describe
una ornamentación positiva microreticulada
perforada, rugulado perforada, estriado micro-
reticulada, estriado perforada, característica de
Rubus, aunque no exclusiva de este taxon, ya
que en otros géneros como Physocarpus (C-
.) R. y Spiraea L. por ejemplo, se repite
el mismo patrón de escultura. Dentro de Rubus
subgen. Chamamemorus, un taxón monotípico
considerado linaje basal en el género (Alice &
Campbell, 1999) se observa otro tipo de orna-
mentación, equinada o verrucosa. Estos autores
concluyen en que los principales tipos polínicos
de las Rosaceae son variaciones del mismo
carácter tricolporado estriado.
Así mismo, Hebda & Chinnappa (1990)
detallan la morfología de especies canadienses
de Rosaceae, incluyendo a Rubus y las ilustra
con una ornamentación positiva suave y pre-
sencia de perforaciones, lo cual es coincidente
con los trabajos previos ya mencionados y es
similar a lo observado en R. glaucus. Un trabajo
más reciente (Xiong et al., 2019) basado en un
amplio estudio de 155 especies y 13 variedades
de Rubus representando a los doce subgéneros,
caracteriza a los diferentes taxones dando todas
las descripciones conocidas hasta el momento,
incluyendo a las medidas de los ejes polar y
diámetro ecuatorial de las especies estudiadas
siendo los valores generales aportados, mayo-
res que los observados aquí, este estudio no
encuentra valor taxonómico en los granos de
polen. Kostryco et al. (2020) intentan com-
pletar la micromorfología y ultraestructura de
diferentes cultivares de R. idaeus observando
estrías paralelas que pueden ramificarse en
11
Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075, Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
forma dicotómica o anastomosarse irregular-
mente. En este caso, R. glaucus presenta un
tamaño pequeño a mediano coincidiendo con
la mayoría de las especies de Rubus descriptas
por diferentes autores (Eide, 1981; Hebda &
Chinnappa, 1990; Lechowicz et al., 2022; López
et al., 2019; Padilla et al., 2017; Ramírez, 2023),
por otra parte, la forma oblada es algo menos
frecuente en este taxón (Hanchana et al., 2023;
Lechowicz et al., 2022).
Adicionalmente, en R. glaucus la orna-
mentación presenta estrías, éstas son rectas,
pudiendo contactarse brevemente en algunos
sitios de la zona ecuatorial, se observan, ade-
más perforaciones de diámetro variable sobre
toda la superficie de la esporodermis. Xiong et
al. (2019) describen seis grupos diferentes en
base a las perforaciones, aquellos con agujeros
menores a un micrómetro, mayores a un micró-
metro, con diámetros mixtos y con diferentes
patrones de distribución. El grupo tres con
estrías y perforaciones, aunque heterométricas
y menores a un micrómetro, coincide con la
mayoría de las especies incluso R. glaucus.
La presencia de orbículas en especies del
género Rubus puede observarse en los dis-
tintos trabajos citados, aunque en la mayoría
no se hace mención a este carácter (Hebda &
Chinnappa, 1994; Tomlik-Wyremblewska et
al., 2004). Cada vez más atención se pone sobre
estas estructuras producidas por el tapete, cons-
tituidas por esporopolenina que se distribuyen
sobre la superficie interna de las anteras y de los
granos de polen, y que por conservar su morfo-
logía pueden aportar a la caracterización inclu-
so a nivel de especie (Ruggiero & Bedini, 2020;
Verstraete et al., 2014); sin embargo, aún se
desconoce su función, aunque está demostrado
que la presencia de orbículas en las plantas con
flores marca una tendencia evolutiva hacia la
ausencia ya que en los clados considerados más
evolucionados estas estructuras no se observan,
por ejemplo faltan en Asteraceae y Lamiaceae
(Verstraete et al., 2014).
Song et al. (2017) realizan un amplio estu-
dio por primera vez, sobre la presencia de orbí-
culas en la Tribu Spireae, señalando que están
presentes sólo en tres géneros y reconocen a la
ausencia de su distribución como una sinapo-
morfía de los clados derivados, algo ya propues-
to por Verstraete et al. (2014). Todos los géneros
de la tribu Sorbarieae presentan orbículas (Song
et al., 2016), la mayoría de estas estructuras se
encuentran agregadas o embebidas en el tejido
tapetal. Ocasionalmente, en R. glaucus según lo
observado en este trabajo, las orbículas pueden
fusionarse y formar pequeños agregados. Este
carácter ha sido comúnmente observado, ade-
más, en otras especies de Angiospermas (Gala-
ti, 2003; Galati & Strittmatter, 1999).
En cuanto a la ultraestructura de la pared,
en R. glaucus se distingue fácilmente la presen-
cia de un tectum, columelas y capa basal. Esta
estructura de la esporodermis está presente
en todas las angiospermas eudicotiledóneas
incluidas las especies de la familia Rosaceaeae
con muy pocas excepciones generalmente rela-
cionadas con adaptaciones al ambiente como,
por ejemplo, el infratectum granular que ocurre
en Nymphaeae gardneriana (Zini et al., 2017) y
es, además, característico de las angiospermas
basales (Doyle, 2005). Las diferentes capas de
la pared presentan grosores y características
variadas (Blackmore, 2007; Halbritter et al.,
2018; Hickey & Wolfe, 1975; Kostrico et al.
2020; Song et al., 2017). Kostryco et al. (2020)
incorporan a su estudio en R. idaeus L. los deta-
lles con MET, encontrando diferencias a nivel
de cultivares en el grosor de las capas, mencio-
nan a la ectexina como una zona muy gruesa y
que forma el 80 % del grosor total de la pared,
este carácter coincide con lo observado aquí
para R. glaucus ya que en los cortes ultrafinos
la capa externa de la exina, la ectexina, forma
casi la totalidad de esta estructura. En las figu-
ras se demuestra claramente la ornamentación
negativa mediante interrupciones del tectum.
Las columelas son gruesas y pueden observarse
unidas debajo de esta estructura.
La presencia de polenkit no ha sido notoria
en R. glaucus, sin embargo, es visible en otras
especies del género (Kostryco et al., 2020).
Llama la atención la ausencia de este material
en R. glaucus atendiendo a la relación estrecha
entre el polenkit y el síndrome de polinización
(Konzmann et al., 2019; Pacini & Hesse, 2005;
12 Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
Rincón et al., 2021a), ya que en R. glaucus se ha
indicado polinizadores como abejas, avispas,
abejorros, moscas y hormigas (Bolaños et al.,
2020; Franco et al., 2020; López et al., 2019;
Ramírez, 2023); y también fenómenos de poli-
nización por viento (Ramírez, 2023), o podría
tratarse de un depósito fino sobre los granos
de polen que luego desaparece de la superficie,
quedando a veces entre las cavidades inter-
nas delimitadas por las columelas infratectales.
Un pormenorizado estudio sobre este tema es
aportado por Pacini & Hese (2005), teniendo en
cuenta las diferentes formas de distribución y
funciones de este material, sería necesario con-
tinuar con estos estudios tendientes a dar luz a
aspectos fisiológicos de la microsporogénesis
por un lado y aportando a la controvertida sis-
temática mediante la morfología del polen y la
distribución de las orbículas. Así mismo, enten-
der a detalle el proceso de microsporogénesis
en plantas aportan información relevante sobre
su evolución, biología reproductiva y aplicacio-
nes en el mejoramiento agronómico de plantas.
Declaración de ética: los autores declaran
que todos están de acuerdo con esta publica-
ción y que han hecho aportes que justifican
su autoría; que no hay conflicto de interés de
ningún tipo; y que han cumplido con todos
los requisitos y procedimientos éticos y legales
pertinentes. Todas las fuentes de financiamien-
to se detallan plena y claramente en la sección
de agradecimientos. El respectivo documento
legal firmado se encuentra en los archivos de
la revista.
AGRADECIMIENTOS
Los autores agradecen a las siguientes ins-
tituciones y personas: a la Universidad de San-
tander (UDES) por el apoyo financiero y a la
Universidad del Cauca (UNICAUCA) por su
apoyo técnico e infraestructura. A Luis Abelar-
do Rey Velandia propietario de la finca la For-
tuna por facilitarnos sus cultivos para la toma
del material. A la Corporación Colombiana
de Investigación Agropecuaria (AGROSAVIA),
y al macroproyecto “Desarrollo integral de
modelos productivos sostenibles para el cultivo
de la Mora en Colombia”
REFERENCIAS
Akšić, M. F., Cerović, R., Ercili, S., & Jensen, M. (2016).
Microsporogenesis and meiotic abnormalities in
different ‘Oblačinska’sour cherry (Prunus cerasus L.)
clones. Flora, 219, 25–34.
Alice, L. A., & Campbell, C. S. (1999). Phylogeny of Rubus
(Rosaceae) based on nuclear ribosomal DNA internal
transcribed spacer region sequences. American Jour-
nal of Botany, 86(1), 81–97.
Alice, L. A., Goldman, D. H., Macklin, J. A., Moore, G.
(2014). Rubus. En: Flora of North America Editorial
Committee (Ed.), Flora of North America north of
Mexico (Vol. 9, pp 28–56). Oxford University Press.
The Angiosperm Phylogeny Group, Chase, M. W., Christ-
enhusz, M. J., Fay, M. F., Byng, J. W., Judd, W. S., Soltis,
D. E., Mabberley, D. J., Sennikov, A. N., Soltis, P. S.,
& Stevens, P.F. (2016). An update of the Angiosperm
Phylogeny Group classification for the orders and
families of flowering plants: APG IV. Botanical Jour-
nal of the Linnean Society, 181(1), 1–20.
Araque-Castellanos, D., Cancino-Escalante, G., Hernan-
dez-Contreras, D. A., & Chinchilla-Cárdenas, D.
(2021). Diversidad genética de Rubus glaucus Benth
en el municipio de Pamplona (nororiente de Colom-
bia). BISTUA Revista de la Facultad de Ciencias Bási-
cas, 19(2), 8–14.
Aronne, G., Iovane, M., & Strumia, S. (2021). Temperature
and humidity affect pollen viability and may trigger
distyly disruption in threatened species. Annali Di
Botanica, 11, 77–82.
Arozarena, I., Ortiz, J., Hermosín-Gutiérrez, I., Urretaviz-
caya, I., Salvatierra, S., Córdova, I., & Navarro, M.
(2012). Color, ellagitannins, anthocyanins, and anti-
oxidant activity of Andean blackberry (Rubus glaucus
Benth.) wines. Journal of Agricultural and Food Che-
mistry, 60, 7463−7473.
Åstrand, J., Knight, C., Robson, J., Talle, B., & Wilson, Z.
A. (2021). Evolution and diversity of the angiosperm
anther: trends in function and development. Plant
reproduction, 34(4), 307–319.
Bayer, C., & Kubitzki, K. (2003). Malvaceae. En K. Kubitzki
(Ed.), The families and genera of vascular plants (pp.
225–31). Springer-Verlag.
Bhojvani, S. S., & Soh W. Y. (2010). Current trends in the
embryology of Angiosperms. Springer.
Blackmore, S., Wortley, A. H., Skvarla, J. J., & Rowley, J. R.
(2007). Pollen wall development in flowering plants.
New Phytologist, 174(3), 483–498.
13
Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075, Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
Bolaños, M. M., Cardona, W. A., García, M. C., Zapata,
Y. A., Beltrán, C. R., Vásquez, R. E., Martínez, E. P.,
Clímaco, J., Ortega, N. C., Peña, A. C., Bautista, L. G.,
& López, D. A. (2020). Mora (Rubus glaucus Benth.):
Manual de recomendaciones técnicas para su cultivo
en el departamento de Cundinamarca. Corredor Tec-
nológico Agroindustrial CTA-2.
Cancino-Escalante, G. O., Sánchez-Montaño, L. R., Queve-
do-García, E., & Díaz-Carvajal, C. (2011). Caracteri-
zación fenotípica de accesiones de especies de Rubus
L. de los municipios de Pamplona y Chitagá, región
Nororiental de Colombia. Universitas Scientiarum,
16(3), 219–233.
Carter, K. A., Liston, A., Bassil, N. V., Alice, L. A., Bushakra,
J. M., Sutherland, B. L., Mockler, T. C., Bryant, D. W.,
& Hummer, K. E. (2019). Target capture sequencing
unravels Rubus evolution. Frontiers in plant science,
10, 1–18.
Çetinba, A., & Ünal, M. (2015). Developmental and Cyto-
chemical Features of Male Reproductive Organ in
Crataegus tanacetifolia (Lam.) Pers. Notulae Botanicae
Horti Agrobotanici Cluj-Napoca, 43(2), 507–514.
Chissoe, W. F., Vezey, E. L., & Skvarla, J. J. (1994). Hexa-
methyldisilazane as a drying agent for pollen
scanning electron microscopy.Biotechnic & Histoche-
mistry,69(4), 192–198.
Clark, L. V., & Jasieniuk, M. (2012). Spontaneous hybrids
between native and exotic Rubus in the Western Uni-
ted States produce offspring both by apomixis and
by sexual recombination. Heredity, 109(5), 320–328.
Crang, R., Lyons-Sobaski, S., & Wise, R. (2018). Plant Ana-
tomy: A Concept-Based Approach to the Structure of
Seed Plants. Springer.
Davis, G. L. (1966). Systematic embryology of the angios-
perms. John Wiley & Sons Inc.
De Storme, N., & Geelen, D. (2014). The impact of envi-
ronmental stress on male reproductive development
in plants: biological processes and molecular mecha-
nisms. Plant, cell & environment, 37(1), 1–18.
Demarco, D. (2017). Histochemical analysis of plant secre-
tory structures. En C. Pellicciari & M. Biggiogera,
(Eds.), Histochemistry of single molecules methods and
protocols (pp. 313–330). Humana Press.
Dolferus, R., Ji, X., & Richards, R. A. (2011). Abiotic stress
and control of grain number in cereals. Plant science,
181(4), 331–341.
Doyle, J. (2005). Early evolution of angiosperm pollen as
inferred from molecular and morphological phyloge-
netic analyses. Grana, 44, 227–25.
Eide, F. Y. (1981). Key for northwest european rosaceae
pollen. Grana, 20(2), 101–118.
Erdtman, G. (1969). Handbook of Palynology: An introduc-
tion to the study of pollen grains and spores. Munksga-
ard, Copenhagen.
Espinosa, B. N., Ligarreto, M. G. A., Barrero, M. L. S., &
Medina, C. C. I. (2016). Variabilidad morfológica de
variedades nativas de mora (Rubus sp.) en los Andes
de Colombia. Revista Colombiana de Ciencias Hortí-
colas, 10(2), 211–221.
Fadón, E., Herrero, M., & Rodrigo, J. (2019). Anther and
pollen development in sweet cherry (Prunus avium
L.) in relation to winter dormancy. Protoplasma, 256,
733–744.
Feng, Y., Cai, Y., Zhang, X., Gao, T., Mu, X., & Liang, C.
(2016). Microsporogenesis and male gametophyte
development in Prunus mahaleb Linn. The Journal
of Horticultural Science and Biotechnology, 91(5),
514–519.
Fernández, G. J., Talle, B., & Wilson, Z. A. (2015). Anther
and pollen development: a conserved developmental
pathway. Journal of Integrative Plant Biology, 57(11),
876–891.
Focke, W. O. (1910). Species Ruborum: Monographiae Gene-
ris Rubi Prodromus (Pars I). Bibliotheca Botanica.
Focke, W. O. (1911) Species Ruborum, Monographiae Gene-
ris Rubi Prodromus (Pars II). Bibliotheca Botanica.
Focke, W. O. (1914) Species Ruborum, Monographiae Gene-
ris Rubi Prodromus (Pars III). Bibliotheca Botanica.
Foster, T. M., Bassil, N.V., Dossett, M., Leigh Worthing-
ton, M., & Graham, J. (2019). Genetic and genomic
resources for Rubus breeding: A roadmap for the
future.Horticulture research, 6, 1–9.
Franco, G., Bernal Estrada, J. A., Díaz Díez, C. A., Tama-
yo Vélez, Á., Tamayo Molano, P. J., Orrego, C. E.,
... & Cotes Prada, A. M. (2020). Tecnología para el
cultivo de la mora (Rubus glaucus Benth.). Corpo-
ración Colombiana de Investigación Agropecuaria
AGROSAVIA.
Furness, C. A., Rudall, P. J., & Sampson, F. B. (2002). Evolu-
tion of microsporogenesis in angiosperms. Internatio-
nal Journal of Plant Sciences, 163(2), 235–260.
Furness, C. A., & Rudall, P. J. (2004). Pollen aperture
evolution–a crucial factor for eudicot success? Trends
in Plant Science, 9(3), 154–158.
Galati, B. G. (2003). Ubisch bodies in Angiosperms. En A.
K. Pandey & M. R. Dhakal (Eds.), Advances in Plant
Reproductive Biology, Vol. II (pp. 1–21). Narendra
Publishing House.
Galati, C., & Strittmatter, L. I. (1999). Correlation between
pollen development and Ubisch bodies ontogeny in
Jacaranda mimosifolia (Bignoniaceae). Beitrage zur
Biologie der Pflanzen, 71(2), 249–260.
14 Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
Garzón, G. A., Riedl, K. M., & Schwartz, S. J. (2009). Deter-
mination of anthocyanins, total phenolic content, and
antioxidant activity in Andes berry (Rubus glaucus
Benth). Journal of food science, 74(3), 227–232.
Graham, J., & Brennan, R. (2018). Introduction to the
Rubus Genus. En Graham, J. & Brennan, R. (Eds.),
Raspberry: breeding, challenges and advances (pp.
1–16). Springer.
Hajnal, V., Omid, Z., Ladanyi, M., Tóth, M., & Szalay, L.
(2013). Microsporogenesis of Apricot Cultivars in
Hungary.Notulae Botanicae Horti Agrobotanici Cluj-
Napoca, 41(2), 434–439.
Halbritter, H., Ulrich, S., Grimsson, F., Weber, M., Zetter,
R., Hesse, M., Buchner, R., Svojtka, M., & Frosch-
Radivo, A. (2018). Illustrated pollen terminology (2nd
Ed.). Springer.
Hanchana, K., Saensouk, S. & Saensouk, P. (2023). Pollen
morphology and anatomy of Rubus L. (Rosaceae) in
Thailand.Notulae Botanicae, Horti Agrobotanici, Cluj-
Napoca, 51(1), 1–41.
Hebda, R. J. & Chinnappa, C. C. (1990). Studies on pollen
morphology of Rosaceae in Canada. Review of Palaeo-
botany and Palynology, 64(1-4), 103–108.
Hebda, R. J., & Chinnappa, C. C. (1994). Studies on
pollen morphology of Rosaceae. Acta Botanica Galli-
ca, 141(2), 183–193.
Hedhly, A. (2011). Sensitivity of flowering plant gameto-
phytes to temperature fluctuations. Environmental
and Experimental Botany, 74, 9–16.
Hickey, L. J., & Wolfe, J. A. (1975). The bases of angiosperm
phylogeny: vegetative morphology.Annals of the Mis-
souri Botanical Garden, 62(3), 538–589.
Hummer, K. E. (2017). Blackberries: An introduction. En
H. K. Hall & R. C. Funt (Eds), Blackberries and their
hybrids (pp. 1–16). CAB International.
Iovane, M., & Aronne, G. (2022). High temperatures
during microsporogenesis fatally shorten pollen lifes-
pan.Plant Reproduction, 35, 9–17.
Julian, C., Rodrigo, J., & Herrero, M. (2011). Stamen deve-
lopment and winter dormancy in apricot (Prunus
armeniaca). Annals of Botany, 108(4), 617–625.
Konzmann, S., Koethe, S., & Lunau, K. (2019). Pollen grain
morphology is not exclusively responsible for pollen
collectability in bumble bees. Scientific Reports, 9(1),
1–8.
Kostryco, M., & Chwil, M. (2021). Structure of anther epi-
dermis and endothecium, production of pollen, and
content of selected nutrients in pollen grains from
six Rubus idaeus L. cultivars. Agronomy, 11(9), 1–44.
Kostryco, M., Chwil, M., & Matraszek-Gawron, R. (2020).
Comparison of the micromorphology and ultras-
tructure of pollen grains of selected Rubus idaeus L.
cultivars grown in commercial plantation. Plants,
9(9), 1–31.
Kumar, B., Smita, K., Cumbal, L., Debut, A., & Angulo, Y.
(2017). Biofabrication of copper oxide nanoparticles
using Andean blackberry (Rubus glaucus Benth.)
fruit and leaf. Journal of Saudi Chemical Society, 21
(Supplement 1), 475–480.
Lechowicz, K., Bocianowski, J., & Wrońska-Pilarek, D.
(2021). Pollen morphology and variability of species
from the genus Rubus L. (Rosaceae) alien and invasive
in Poland. Journal of Plant Taxonomy and Geography,
76(1), 109–121.
Lechowicz, K., Bocianowski, J., & Wrońska-Pilarsk, D.
(2022). Pollen morphological Inter-and intraspecific
variability in selected species of Rubus L. (Rosaceae).
Forests, 13(11), 1–26.
Lechowicz, K., Wrońska-Pilarek, D., Bocianowski, J., &
Maliński, T. (2020). Pollen morphology of Polish
species from the genus Rubus L. (Rosaceae) and its
systematic importance. Plos one, 15(5), 1–23.
López, G. A. M., Marulanda, A. M. L., Gómez, L. L. M., &
Barrera S. C. F. (2019). Rubus glaucus Benth.: mor-
phology and floral biology aimed at plant breeding
processes. Revista Facultad Nacional de Agronomía
Medellín, 72(3), 8909–8915.
Lu, L. T., & Bouford, D. E. (2003). Rubus. En: Wu, Z. Y.,
Raven P. H. & Hong, D. Y. (Eds) Flora of China, vol. 9
(pp 195–285). Science Press.
Mertz, C., Cheynier, V., Günata, Z., & Brat, P. (2007).
Analysis of phenolic compounds in two blackberry
species (Rubus glaucus and Rubus adenotrichus) by
high-performance liquid chromatography with diode
array detection and electrospray ion trap mass spec-
trometry. Journal of agricultural and food chemistry,
55(21), 8616–8624.
Monasterio-Huelin, E., & Pardo, C. (1995). Pollen morpho-
logy and wall stratification in Rubus L. (Rosaceae) in
the Iberian Peninsula. Grana, 34, 229–236.
Ontivero, M. R., Radice, S., Giordani, E., & Bellini, E.
(2005). Preliminary studies on microsporogenesis in
Prunus salicina Lindl. The Journal of Horticultural
Science and Biotechnology, 80(5), 599–604.
Osorio, C., Hurtado, N., Dawid, C., Hofmann, T., Heredia-
Mira, F. J., & Morales, A. L. (2012). Chemical cha-
racterisation of anthocyanins in tamarillo (Solanum
betaceum Cav.) and Andes berry (Rubus glaucus
Benth.) fruits. Food Chemistry, 132(4), 1915–1921.
Pacini, E. (2010). Relationships between tapetum, loculus,
and pollen during development. International Journal
of Plant Sciences, 171(1), 1–11.
15
Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075, Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
Pacini, E., & Dolferus, R. (2019). Pollen developmental
arrest: maintaining pollen fertility in a world with a
changing climate.Frontiers in Plant Science, 10(679),
1–15.
Pacini, E., & Hesse, M. (2005). Pollenkitt-its composition,
forms and functions. Flora-Morphology, Distribution,
Functional Ecology of Plants, 200(5), 399–415.
Pacini, E., & Hesse, M. (2012). Uncommon pollen walls:
reasons and consequences. Verhandlungen der Zoo-
logisch-Botanischen Gesellschaft in Osterreich, 148,
291–306.
Padilla, F., Soria, N., Oleas, A., Rueda, D., Manjunatha,
B., Kundapur, R. R., Maddela, N. R., & Rajeswari, B.
(2017). The effects of pesticides on morphology, via-
bility, and germination of Blackberry (Rubus glaucus
Benth.) and Tree tomato (Solanum betaceum Cav.)
pollen grains. Biotech, 7, 1–12.
Potter, D., Eriksson, T., Evans, R. C., Oh, S., Smedmark, J.
E. E., Morgan, D. R., Kerr, M., Robertson K. R., Arse-
nault, M., Dickinson, T. A., & Campbell, C. S. (2007).
Phylogeny and classification of Rosaceae. Plant syste-
matics and evolution, 266, 5–43.
Punt, W., Hoen, P. P., Blackmore, S., Nilsson, S., & Le
Thomas, A. (2007). Glossary of pollen and spore
terminology. Review of Palaeobotany and Palynology,
143(1-2), 1–83.
Radice, S., & Galati, B. (2006). Development of pollen
grains in Forastero peach cultivar (Prunus persica
Batsch). Advances in Horticultural Science, 20(4),
275–280.
Rahmani, H., Ahmad, M., Sedigheh, A., Fariba, S., &
Sedigheh, M. (2012). A study of microsporogenesis
and pollen morphology in Crataegus babakhanloui
(Rosaceae). Advances in Environmental Biology, 6(11),
2986–2991.
Ramírez, F. (2023). Latin American Blackberries Biology:
Mora de Castilla (Rubus glaucus Benth.) Vol 1. Sprin-
ger Nature.
Rincón-Barón, E. J., Grisales, E. C., Cuaran, V. L., &
Cardona, N. L. (2020). Alteraciones anatómicas e
histoquímicas ocasionadas por la oidiosis en hojas de
Hydrangea macrophylla (Hydrangeaceae). Revista de
Biología Tropical, 68(3), 959–976.
Rincón-Barón, E. J., Torres-Rodríguez, G. A., Cuarán, V.
L., Carreño-Olejua, R., & Passarelli, L. M. (2023).
Microsporogénesis y ultraestructura de los granos
de polen en la planta del cacao, Theobroma cacao
(Malvaceae). Revista de Biología Tropical, 71(1), 1–13.
Rincón-Barón, E. J., Torres-Rodríguez, G. A., Passarelli, L.
M., Zárate, D. A., Cuarán, V. L., & Plata-Arboleda, S.
(2021b). Microsporogénesis y micromorfología del
polen de la planta Alcea rosea (Malvaceae). Revista de
Biología Tropical, 69(3), 852–864.
Rincón-Barón, E. J., Zarate, D. A., Castañeda, G. A. A.,
Cuarán, V. L., & Passarelli, L. M. (2021a). Micro-
morfología y ultraestructura de las anteras y los
granos de polen en diez genotipos élite de Theobroma
cacao (Malvaceae). Revista de Biología Tropical, 69(2),
403–421.
Rosbakh, S., Pacini, E., Nepi, M., & Poschlod, P. (2018). An
unexplored side of regeneration niche: seed quantity
and quality are determined by the effect of tempera-
ture on pollen performance. Frontiers in Plant Science,
9, (1036), 1–17.
Ruggiero, F., & Bedini, G. (2020). Phylogenetic and mor-
phologic survey of orbicules in angiosperms. Tax on,
69(3), 543–566.
Ruzin, S. E. (1999). Plant microtechnique and microscopy.
Oxford University.
Samaniego, I., Brito, B., Viera, W., Cabrera, A., Llerena,
W., Kannangara, T., Vilcacundo, R., Angós, I., &
Carrillo, W. (2020). Influence of the maturity stage on
the phytochemical composition and the antioxidant
activity of four Andean blackberry cultivars (Rubus
glaucus Benth) from Ecuador. Plants, 9(8), 1–16.
Song, J. H., Moon, H. K., & Hong, S. P. (2016). Pollen
morphology of the tribe Sorbarieae (Rosaceae).Plant
Systematics and Evolution, 302, 853–869.
Song, J. H., Oak, M. K., Roh, H. S., & Hong, S. P. (2017).
Morphology of pollen and orbicules in the tribe
Spiraeeae (Rosaceae) and its systematic implications.
Grana, 56(5), 351–367.
Soukup, A. (2014). Selected simple methods of plant cell
wall histochemistry and staining for light microscopy.
En V. Žárský, & F. Cvrčková (Eds.), Plant cell morpho-
genesis: methods and protocols, methods in molecular
biology (pp. 25–40). Humana Press.
Sumner, M. J., & Remphrey, W. R. (2005). Microspo-
rogenesis in Amelanchier alnifolia: sporogenous
cells, microsporocytes, and tetrads. Botany, 83(9),
1106–1116.
Szalay, L., Timon, B., Szabó, Z., & Papp, J. (2002). Micros-
porogenesis of peach (Prunus persica L. Batsch) varie-
ties. International Journal of Horticultural Science,
8(3–4), 7–10.
Thakur, P., Kumar, S., Malik, J. A., Berger, J. D., & Nayyar,
H. (2010). Cold stress effects on reproductive develo-
pment in grain crops: an overview. Environmental and
Experimental Botany, 67(3), 429–443.
Tomlik-Wyremblewska, A., Van Der Ham, R. W. & Kosins-
ki, P. (2004). Pollen morphology of genus Rubus L.
Part III. Studies on the Malesian species of subgenera
Chamaebatus L. and Idaeobatus L. Acta societatis
botanicorum Poloniae, 73(3), 207–227.
16 Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 72: e55748, enero-diciembre 2024 (Publicado May. 14, 2024)
Verstraete, B., Moon, H. K., Smets, E., & Huysmans, S.
(2014). Orbicules in flowering plants: a phylogenetic
perspective on their form and function. The Botanical
Review, 80(2), 107–134.
Wang, Y., Chen, Q., Chen, T., Tang, H., Liu, L., & Wang,
X. (2016). Phylogenetic insights into Chinese Rubus
(Rosaceae) from multiple chloroplast and nuclear
DNAs. Frontiers in plant science, 7, 1–13.
Watson, L., & Dallwitz, M. J. (1991). The families of
angiosperms: automated descriptions, with interacti-
ve identification and information retrieval. Australian
Systematic Botany, 4(4), 681–695.
Weber, H. E. (1996). Former and modern taxonomic
treatment of the apomictic Rubus complex. Folia
Geobotanica, 31, 373–380.
Wrońska-Pilarek, D., Jagodzińsk, A. M., Malińsk, T. (2012).
Morphological studies of pollen grains of the Polish
endemic species of the genus Rubus (Rosaceae) Bio-
logia, 67(1), 87–96.
Xiong, X. H., Zhou, X. M., Li, M., Xu, B., Deng, H. N., Yu,
Q., & Gao, X. F. (2019). Pollen morphology in Rubus
(Rosaceae) and its taxonomic implications. Plant Sys-
tematics and Evolution, 305, 705–716.
Ye, Z., Su, M., Li, L., & Zhang, S. (2010). Effects of high
temperature on the microsporogenesis and pollen
development of peach. Acta Horticulturae Sinica,
37(3), 355–362.
Zini, L. M., Galati, B. G., Zarlavsky, G., & Ferrucci, M. S.
(2017). Developmental and ultrastructural charac-
ters of the pollen grains and tapetum in species of
Nymphaea subgenus Hydrocallis. Protoplasma, 254,
1777–1790.
