Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075, Vol. 73: e2025-1731, enero-diciembre 2025 (Publicado Set. 23, 2025)

Bacterias rizosféricas asociadas a Dryopteris pseudofilix-mas

(Dryopteridaceae) en el Monte Tláloc, México

Rosa Mireya López-Ambrocio1; https://orcid.org/0000-0002-3424-7322

Ronald Ferrera-Cerrato2; https://orcid.org/0000-0001-5143-0172

Juan J. Almaraz2*; https://orcid.org/0000-0002-2696-2684

Libia Iris Trejo-Téllez2; https://orcid.org/0000-0003-3433-065X

Leticia Pacheco3; https://orcid.org/0000-0001-7804-8512

Ma. Cristina Gpe. López-Peralta1; https://orcid.org/0000-0002-6816-1260

Oscar García-Barradas4; https://orcid.org/0000-0001-8986-7214

Sandra Cortés-Pérez2; https://orcid.org/0000-0002-3102-0173

Azareel Angulo-Castro5; https://orcid.org/0000-0002-5824-3609

1. Recursos Genéticos y Productividad-Fisiología Vegetal. Colegio de Postgraduados, Campus Montecillo. Carretera

México-Texcoco km 36.5, Montecillo, Texcoco 56230, Estado de México, México; rosiambrocio@gmail.com, cristy@

colpos.mx

2. Postgrado de Edafología. Colegio de Postgraduados, Campus Montecillo. Carretera México-Texcoco km 36.5,

Montecillo, Texcoco 56230, Estado de México, México; ronaldfe@colpos.mx, jalmaraz@colpos.mx (*Correspondencia);

tlibia@colpos.mx; sandracortesperez04@gmail.com

3. Área de Botánica, Depto. de Biología. Universidad Autónoma Metropolitana – Iztapalapa. Av. Ferrocarril San Rafael

Atlixco 186, Col. Leyes de Reforma 1ª Sección Alcaldía Iztapalapa 09340 Ciudad de México, México; pacheco@xanum.

uam.mx

4. Instituto de Química Aplicada, Universidad Veracruzana. Luis Castelazo Ayala s/n, Col. Industrial Ánimas C.P. 91190,

Xalapa 91190, Veracruz, México; osgarcia@uv.mx

5. Facultad de Agronomía. Universidad Autónoma de Sinaloa. Carretera Culiacán-El Dorado km 17.5, Culiacán Rosales

80000, Sinaloa, México; Azareel.angulo@uas.edu.mx

Recibido 22-IV-2024. Corregido 12-XII-2024. Aceptado 02-IX-2025.

ABSTRACT

Rhizospheric bacteria associated with Dryopteris pseudofilix-mas (Dryopteridaceae)

at Mount Tláloc, México

Introduction: Plant roots harbor communities of bacteria that can provide benefits to their host through the

production of phytohormones, phosphate solubilization, and nitrogen fixation. In Mexico, there are few studies

on the richness and diversity of rhizobacteria communities associated with ferns.

Objective: To analyze and identify the functional groups of bacteria from the rhizosphere of Dryopteris pseudo-

filix-mas in Mount Tlaloc, Mexico.

Methods: Rhizospheric soil from D. pseudofilix-mas was collected at four sites where this fern occurs naturally.

Bacterial populations were quantified by the plate count and dilution method. The isolated strains were charac-

terized and identified using the 16S rDNA gene. Physical and chemical characteristics of the soil were determined

and data of soil moisture, temperature and light in the canopy were collected.

https://doi.org/10.15517/1xmz9014

ECOLOGÍA TERRESTRE

2Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 73: e2025-1731, enero-diciembre 2025 (Publicado Set. 23, 2025)

INTRODUCCIÓN

Los helechos son plantas vasculares cuya

dispersión es por medio de esporas (Martínez-

Salas & Ramos, 2014). Sus rizomas y raíces

son fuentes sustanciales de materia orgánica

que pueden mantener una gran diversidad de

comunidades microbianas (Anderson, 2009),

no obstante, son un grupo de plantas pobre-

mente estudiado en relación con los microor-

ganismos asociados a su rizosfera.

Las comunidades bacterianas del suelo

asociadas a la rizosfera de las plantas son valio-

sas a nivel ecológico y biotecnológico, dado

que, influyen en la fisiología y crecimiento de

las plantas. Si bien, algunas comunidades de

bacterias en la rizosfera promueven el creci-

miento vegetal, otras son patógenas (Mendes et

al., 2013). Las rizobacterias promotoras de cre-

cimiento vegetal (PGPR) tienen efectos bené-

ficos en el crecimiento de las plantas mediante

distintos mecanismos como son la producción

de fitohormonas, solubilización de fosfato, fija-

ción de nitrógeno, producción de sideróforos,

entre otros (Reed & Glick, 2023).

Se ha sugerido que cada especie de planta

tiene su microbioma específico (Mendes et

al., 2013), dado que, se ha observado que la

abundancia y composición de las comunidades

bacterianas en la rizósfera tienden a cambiar

con diferentes especies de plantas (Chaluvadi

& Bennetzen, 2018; Mitter et al., 2013). La

Results: The total bacteria population was from 30.1 to 92.3 x 104 CFU g-1 soil. Soil pH and phosphorus content

influenced the density of bacterial populations. About 108 bacterial strains were isolated, 92 were Gram-negative

and 16 Gram-positive. The isolated strains belonged to 20 genera, being the most abundant Pseudomonas and

Bacillus. The Sørensen index indicates that the species of bacteria are similar in the four sites; Pseudomonas jes-

senii was present in the four sites. The bacterial strains presented more than one plant growth promoting activity,

being the group of nitrogen fixers the most abundant.

Conclusions: The rhizosphere of D. pseudofilix-mas harbors diverse groups of functional bacteria that could

potentially be used in biotechnology for ecological restoration or agricultural purposes. The bacterial population

of the four sites was dominated mainly by Pseudomonas and Bacillus.

Keywords: Fern; rhizobacteria; soil microorganisms; diversity; vegetation.

RESUMEN

Introducción: Las raíces de las plantas albergan comunidades de bacterias que pueden proveer beneficios a su

hospedante a través de la producción de fitohormonas, solubilización de fosfatos y fijación de nitrógeno. En

México se cuenta con pocos estudios sobre la riqueza y diversidad de las poblaciones de rizobacterias asociadas

a helechos.

Objetivo: Analizar e identificar grupos funcionales de bacterias de la rizosfera de Dryopteris pseudofilix-mas en

el Monte Tláloc, México.

Métodos: Se recolectó suelo rizosférico de cuatro sitios donde este helecho crece en forma natural. Las pobla-

ciones de bacterias fueron cuantificadas por el método de dilución y conteo en placa. Las cepas aisladas fueron

caracterizadas e identificadas usando el gen 16S rDNA. Se determinaron las características físicas y químicas del

suelo y se registraron datos de humedad del suelo, temperatura y luz recibida sobre el dosel del helecho.

Resultados: La población de bacterias totales fue de 30.1 a 92.3 x 104 UFC g-1 suelo. El pH y el contenido de

fósforo en el suelo influyeron en la densidad de las poblaciones bacterianas. Se aislaron 108 cepas bacterianas, 92

fueron Gram-negativas y 16 Gram-positivas. Las cepas aisladas pertenecieron a 20 géneros, los más abundantes

fueron Pseudomonas y Bacillus. El índice de Sørensen indica semejanza en las especies de bacterias en los cuatro

sitios, Pseudomonas jessenii estuvo presente en los cuatro sitios. Las cepas bacterianas presentaron más de una

actividad promotora del crecimiento vegetal, el grupo de fijadores nitrógeno fue el más abundante.

Conclusiones: La rizosfera de D. pseudofilix-mas alberga diversos grupos de bacterias funcionales que poten-

cialmente pueden usarse en una biotecnología para la restauración ecológica o para fines agrícolas. La población

bacteriana de los cuatro sitios estuvo dominada principalmente por Pseudomonas y Bacillus.

Palabras clave: helecho; rizobacterias; microorganismos del suelo; diversidad; vegetación.

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actividad de estas comunidades es estimulada

por los exudados de las raíces como aminoáci-

dos, grasas, ácidos, nucleótidos, esteroles, azú-

cares, vitaminas y ácidos orgánicos, los cuales

varían en cantidad y composición en función

de la especie vegetal (Qu et al., 2020).

A la fecha, se conoce que seis especies de

helechos han sido objeto de estudio para cono-

cer sus interacciones con rizobacterias; y se ha

observado que a sus raíces se asocian cepas de

Aeromonas aquatica, Bacillus subtilis, Bacillus

toyonensis, Paenibacillus sp. y Pseudomonas

sp. De las cuales, algunas cepas se han citado

por presentar actividades de promoción en el

crecimiento vegetal (Antenozio et al., 2021;

Byung-Chun et al., 2009; Huang et al., 2010;

Quisehuatl-Tepexicuapan et al., 2016; Sen et al.,

2018; Watrud et al., 2003).

Por lo tanto, el análisis de las comunidades

bacterianas asociadas a este grupo de plantas

permitiría inferir sobre las funciones que des-

empeñan los gremios presentes y si existe cierta

afinidad entre comunidades bacterianas y las

raíces de los helechos. En México, los estudios

sobre la riqueza y diversidad de las poblaciones

de rizobacterias asociadas a helechos son esca-

sos (Rincón-Molina et al., 2022).

Las especies del género Dryopteris poseen

notables propiedades medicinales, como son

antihelmínticas, antimicrobianas y antiinflama-

torias, además recientes investigaciones citan

que algunas poseen actividades citotóxicas

(Han et al., 2015; Li et al., 2023; Ping et al.,

2023; Zhang et al., 2023). Por lo tanto, el objeti-

vo de este estudio fue caracterizar, cuantificar y

determinar grupos funcionales de rizobacterias

asociadas a Dryopteris pseudofilix-mas (Fée)

Rothm., este helecho se distribuye en México,

crece principalmente en bosques de Abies reli-

giosa, Pinus-Quercus y barrancas boscosas de

Juniperus, en altitudes de 2 400 a 3 650 m.s.n.m.

(Oseguera-Olalde et al., 2022; Rodríguez et

al., 2008), en suelos ácidos a ligeramente áci-

dos, con alto contenido de materia orgánica.

Se encuentra principalmente en cañadas y en

orillas de los ríos, o en sitios donde hay mayor

humedad; no hay una descripción precisa de la

ecología de esta especie (Rodríguez et al., 2008).

MATERIALES Y MÉTODOS

Área de estudio: El área de estudio se

encuentra en la región fisiográfica conocida

como Sierra Nevada, en la parte oriental del

Estado de México, sobre el declive oeste del

Monte Tláloc. El muestreo se realizó en la

cañada localizada hacia el este de la comuni-

dad de San Pablo Ixayoc, en un trayecto de 2

km (19°26’23.7”-19°26’52.9” N & 98°45’49.8”-

98°46’8.6” W) a una altitud entre 2 947 y 3 019

m. En la parte alta de la cañada la vegetación

corresponde a bosque de Abies religiosa y en

la parte baja es bosque mixto (Quercus lauri-

na y Quercus rugosa, Abies religiosa, Cupresus

lussitanica, Arbutus xalapensis). El clima es

templado y húmedo, con lluvias en el verano

(Sánchez & López, 2003), la precipitación anual

oscila entre 500 y 900 mm, y la temperatura

media anual es de 14 °C, la máxima de 21 °C

y la mínima de 7 °C, de acuerdo con los datos

climáticos de la estación meteorológica de San

Juan Tolopan, localizada a 10 km del área de

estudio y a una altitud de 2 750 m (Conagua,

2024). Los suelos del área de estudio son ricos

en materia orgánica, derivados de cenizas vol-

cánicas y clasificados como andosoles de mode-

rado desarrollo (Galván-Díaz, 2021).

Recolección de material biológico: Se

seleccionaron cuatro sitios localizados a lo

largo de la cañada, a 500 m de distancia una

de otra. En cada sitio se seleccionaron cuatro

individuos de cobertura y tamaño similar (Bau-

tista-Cruz et al., 2014), en los cuales se tomaron

muestras de suelo rizosférico (100 g) de cuatro

puntos equidistantes a una profundidad de 15

cm. Las muestras de cada planta se mezclaron

para obtener una muestra compuesta y se alma-

cenaron a 4 °C hasta su procesamiento (Lara-

Pérez et al., 2015).

En campo, se registró la temperatura del

suelo con un termómetro (HANNA, HI-145,

Limena, Italia), la humedad del suelo se deter-

minó con un medidor Field Scout (Spectrum

tecnologies, Inc., TDR-300, Aurora, EE. UU.) y

la radiación fotosintéticamente activa se midió

por arriba del dosel del helecho con un sensor

4Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 73: e2025-1731, enero-diciembre 2025 (Publicado Set. 23, 2025)

unido a un Dataloger (Spectrum tecnologies,

Inc., WatchDog 1 400, Aurora, EE. UU.).

De acuerdo con lo indicado por Lorea y

Riba (1990) se recolectaron dos ejemplares

completos, se prensaron y se llevaron al labora-

torio para su herborización. Los ejemplares se

identificaron mediante el uso de claves a nivel

de familia, género y especie (Mickel & Smith,

2004). El material de respaldo se depositó en

Herbario-Hortorio (CHAPA), del Colegio de

Postgraduados, Campus Montecillo, con núme-

ro de acceso 154-990.

Análisis fisicoquímico de suelo: Las

muestras del suelo rizosférico fueron tamizadas

con malla de 2 mm y secadas al aire. La den-

sidad aparente se determinó por el método de

Blake y Hartge (1986). Con un potenciómetro

(OHAUS, ST3100-F, Parsippany, EE. UU.) se

midió el pH y la conductividad eléctrica en dS

m-1 a 25 °C (suelo:agua en relación 1:2, p:v). El

fósforo disponible se determinó por el método

de Bray y Kurtz (1945). La materia orgánica (M.

O.) se estimó por el método de Walkley y Black

(1934). El nitrógeno total se determinó a través

del método semi-micro Kjeldahl (Etchevers,

1987). El tipo de suelo en los sitios muestreados

es andosol.

Cuantificación de microorganismos

rizosféricos: Las poblaciones de bacterias fue-

ron cuantificadas por el método de dilución

y conteo en placa. Para esto se pesaron 10 g

de suelo rizosférico y se realizaron diluciones

decimales seriadas hasta 10-5. De cada dilu-

ción respectiva se tomó una alícuota de 100

μL y se distribuyó en la caja Petri que contenía

medio de cultivo sólido (Aquiahuatl et al.,

2012). Los medios de cultivo empleados fue-

ron Agar nutritivo para bacterias totales, Agar

Czapek Dox para actinobacterias (Wollum,

1982), Pikovskaya (Pikovskaya, 1948) para bac-

terias solubilizadoras de fosfato, medio de Ren-

nie (Rennie, 1981) para bacterias fijadoras de

nitrógeno, Luria-Bertani (LB) (Bertani, 1951)

para bacterias productoras de auxinas y medio

agar-carboximetil celulosa (Vedder, 1951) para

bacterias celulolíticas. La siembra se realizó por

triplicado. Después de la siembra, las cajas de

Petri se colocaron en una incubadora (BIN-

DER, FD115, Tuttlingen/Alemania), bajo con-

diciones de oscuridad, a 28 °C.

El conteo de microorganismos se efectuó

tres días después de la incubación en las placas

que contenían de 30 a 300 colonias. La cantidad

de microorganismos en las muestras de suelo

rizosférico se determinó como unidades for-

madoras de colonias y se promedió. La fórmula

que se utilizó fue:

𝑈𝐶𝐹=𝐴∗𝐵𝐷

donde A es el promedio del número de

colonias, B el factor inverso de la dilución y

D la cantidad que se agregó de la dilución.

Los resultados se expresaron en unidades for-

madoras de colonias (UFC g-1 suelo seco)

(Ramírez-Gama et al., 2015). En el caso de las

actinobacterias se cuantificaron las colonias

secas y polvosas, que en observación microscó-

pica presentaban filamentos.

Para bacterias celulolíticas, transcurrido el

tiempo de incubación se adicionó Rojo Congo

al 0.1 % como revelador de colonias presen-

tes en el medio, después de 15 min se retiró

el exceso y se agregó NaCl 1 M por 15 min,

para luego hacer el conteo de las colonias que

presentaron halos de hidrólisis. Las colonias

solubilizadoras de fosfato en medio Pikovskaya

se identificaron por la formación de un halo

transparente alrededor de las colonias. De las

colonias crecidas en medio LB sólido se toma-

ron muestras y se sembraron en microplacas de

96 pozos que contenían medio LB líquido. Las

microplacas se incubaron por 48 h, luego se les

adicionó el reactivo Salkowski (2 ml de FeCl3 al

0.5 M en 100 ml de ácido perclórico al 35 %) y

se dejaron en oscuridad por 30 min. El cambio

de color a rosa, que varía en tonalidad, es carac-

terístico de bacterias que producen auxinas. Las

colonias que crecen en medio de Rennie fijan

nitrógeno, ya que el medio no tiene una fuente

de nitrógeno.

Aislamiento y determinación de función

ecológica de las cepas bacterianas: Se aislaron

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y purificaron colonias bacterianas con diferente

tamaño, color y apariencia. A todas las cepas

se les realizó una tinción de Gram (Ramírez-

Gama et al., 2015). Las cepas se cultivaron

en diferentes medios para evaluar su función

(características asociadas a su capacidad de

promover crecimiento vegetal). Las pruebas

se realizaron a 108 cepas de bacterias aisla-

das, cada prueba se realizó por triplicado. Se

emplearon los medios específicos: medio agar-

carboximetil celulosa, medio libre de nitrógeno

(NFB) (Döbereiner & Day, 1976), Pikovskaya

y medio LB. El procedimiento para identificar

cepas con capacidad de degradar celulosa, fijar

nitrógeno, solubilizar fosfato y producir auxi-

nas fue el mismo que se usó en la cuantificación

de microorganismos.

Identificación molecular de las cepas

bacterianas: Cada cepa bacteriana aislada

se cultivó en medio King B, a temperatura

ambiente durante 2 días para la extracción de

ADN. Cada colonia bacteriana se recolectó y

se procedió a la extracción de DNA de acuerdo

con el método de bromuro de hexadeciltrimeti-

lamonio (CTAB) al 2 % (Tris-HCl 100 mM pH

8.0; EDTA 2H2O mM; CTAB 2 %; NaCl 1.4 M)

(Doyle & Doyle, 1990).

La amplificación ribosomal se realizó

mediante PCR correspondiente a la subunidad

pequeña 16S rDNA. Las reacciones de PCR se

realizaron en un volumen total de 15 μL que

contenía 7.86 μL de agua HPLC, 3 μL de 5 x

PCR buffer, 0.6 μL de dNTPs (20 μM de cada

uno), 0.18 μL de cada iniciador (10 μM) (Sig-

ma-Aldrich, EE. UU.), 3 μL de DNA genómico

(20 ng) y 0.18 μL (2U) de GoTaq DNA polime-

rasa (Promega, EE. UU.). Todas las reacciones

de PCR se llevaron a cabo en un termociclador

(BIO-RAD, C1000 Touch, EE. UU.).

Los productos de PCR se visualizaron

por electroforesis horizontal en gel de agarosa

(Seakem, EE. UU.) al 1.5 % teñido con GelRed

(Biotium, EE.UU.) corrido a 88 V durante 1.5 h.

Los geles se visualizaron en un transiluminador

Infinity (Vilber Lourmat, 3 026 WL/LC/26MX,

Vilber Lourmat, Alemania) con el software

Infinity-Capt y se limpiaron con la enzima

ExoSAP-IT (Affymetrix, EE. UU.) de acuerdo

con las instrucciones del fabricante.

Las secuencias de ambas hebras se ensam-

blaron y editaron con el software BioEdit

Sequence Alignment Editor v7.2.6 (Hall, 1999),

creándose una secuencia consenso para cada

una de las cepas, las que se compararon con las

secuencias depositadas en la base de datos del

Basic Local Alignment Search Tools (BLAST)

del National Center for Biotechnology Informa-

tion (NCBI) con la opción BLAST_ nucleotide

2.2.29. Las secuencias consenso se compilaron

en un formato fasta. El alineamiento múltiple

de secuencias se efectuó con la opción MUS-

CLE (Edgar, 2004) incluido en el MEGA 7

(Kumar et al., 2016).

La historia evolutiva se infirió utilizando el

método de máxima verosimilitud y el modelo

de tres parámetros de Tamura (Tamura & Nei,

1993). Se muestra el árbol con la mayor pro-

babilidad logarítmica (-10 871.74). Los árboles

iniciales para la búsqueda heurística se obtuvie-

ron automáticamente aplicando los algoritmos

Neighbour-Join y BioNJ a una matriz de distan-

cias por pares estimadas utilizando el modelo

de parámetro Tamura 3, y luego seleccionando

la topología con un valor de probabilidad de

registro superior. Se utilizó una distribución

gamma discreta para modelar las diferencias de

tasa de evolución entre los sitios (5 categorías

(+ G, parámetro = 0.3873). El árbol fue dibu-

jado a escala, con las longitudes de las ramas

medidas en el número de sustituciones por

sitio. Este análisis involucró 32 secuencias de

nucleótidos. Hubo un total de 1 553 posiciones

en el conjunto de datos finales. Los análisis

evolutivos se realizaron en MEGA X (Kumar et

al., 2018). Se utilizó una secuencia de arqueo-

bacteria como grupo externo. En negritas se

muestran los grupos de referencia incluidos en

el análisis.

Análisis estadístico: los datos de las

unidades formadoras de colonias (UFC) de

microorganismos en la rizósfera se sometieron

a análisis de varianza y comparación de medias

por Tukey con α = 0.05 usando el paquete esta-

dístico SAS versión 9.0 (SAS, 2002). Se realizó

6Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 73: e2025-1731, enero-diciembre 2025 (Publicado Set. 23, 2025)

un análisis de correlación Pearson para deter-

minar si existe una relación entre las UFC bac-

terianas y las características físicas y químicas

del suelo. El reemplazamiento de especies de

rizobacterias entre sitios se calculó utilizando

el índice de similitud de Sørensen que se obtu-

vo mediante la siguiente fórmula: IS = 2C/A

+ B, donde A y B son el número de especies

en las muestras A y B, respectivamente, y C

es el número de especies compartidas por las

dos muestras (Moreno, 2001). El valor de este

índice varía de 0 a 1, donde 0 indica que no hay

especies en común, y 1 que todas las especies

son compartidas (Magurran, 1988).

RESULTADOS

Variables registradas en campo: El área

de estudio presentó homogeneidad ambien-

tal, los valores de temperatura del suelo (°C),

humedad relativa (%) y del suelo son similares.

En la Tabla 1 se muestran los promedios de la

altitud registrados en cada sitio de muestreo, la

altitud varió de 3 019 a 2 947 m. La radiación

fotosintéticamente activa (RFA) fue baja en

los cuatro sitios de muestreo. Aun cuando fue

baja, el mayor valor se obtuvo en el sitio 4 con

141.3 µmol m-2 s-1. En los demás sitios la RFA

fue similar.

La humedad relativa fue mayor en los sitios

1, 2 y 3 con valores de 60.9, 63 y 62.1 % respec-

tivamente, en estos sitios el dosel del bosque fue

más denso, mientras que en el sitio 4 la inciden-

cia del sol fue más directa, el sitio 4 presentó la

menor humedad relativa con 55.8 %.

Características físicas y químicas del

suelo: En los sitios de estudio los valores de pH

fluctuaron de 5.3 a 6.1, el fósforo disponible de

66.5 a 33.5 mg kg-1, el nitrógeno total de 0.50 %

a 0.33 % y el contenido de materia orgánica (M.

O.) de 3.4 a 4.2 %, la conductividad eléctrica

tuvo valores de 0.41 a 0.99 dS m-1 y la densidad

aparente (D. A.) de 0.81 a 0.95 g cm-3 (Tabla 2).

Cuantificación de microorganismos

rizosféricos: Las poblaciones de bacterias en

cada sitio de muestreo presentaron diferencias

significativas (Tukey, α = 0.05) (Tabla 3). El sitio

4 presentó la población más alta de bacterias

totales (BT) y bacterias fijadoras de nitrógeno

(BFN), con 92.3 x 104 y 11.8 x 104 UFC g-1 de

suelo, respectivamente. En el sitio 2 se registró

el menor número de poblaciones de bacterias

fijadoras de nitrógeno con 2.6 x 104 UFC g-1

de suelo. Las poblaciones de actinobacterias

fluctuaron de 4 a 30 x 103 UFC g-1 de suelo. Las

bacterias celulolíticas presentaron la población

más alta en el sitio 2 con 8.5 x 104 UFC g-1 de

suelo en comparación con los otros.

Correlación entre el número de microor-

ganismos y las características del suelo: La

población de BT tuvo alta correlación con el

pH y el fósforo (0.91), lo que indica que las

densidades de BT aumentan en los sitios con

mayor pH y con mayor contenido de fósforo.

Del mismo modo, las BSP presentaron corre-

lación alta con el fósforo (0.75). Las densidades

de BFN presentaron correlación positiva y esta-

dísticamente significativa (0.96; α = 0.05) con

Tabla 1

Altitud (m), radiación fotosintéticamente activa (RFA), humedad relativa, humedad y temperatura del suelo en los cuatro

sitios de estudio. / Table 1. Altitude (m), photosynthetically active radiation (PAR), relative humidity, humidity and soil

temperature in the four study sites.

Sitio Altitud

(m)

RFA

(µmol m-2s-1)

Humedad relativa

(%)

Humedad del suelo

(%)

Temperatura del suelo

(°C)

S1 3019 ± 0.5 51.0 ± 21.1 60.9 ± 1.3 24.3 ± 2.1 10.5 ± 0.2

S2 2984 ± 1.0 31.8 ± 10.2 63.0 ± 1.5 23.3 ± 0.5 11.0 ± 0.2

S3 2960 ± 0.3 47.3 ± 10.0 62.1 ± 0.8 19.3 ± 3.1 10.7 ± 0.2

S4 2947 ± 0 141.3 ± 37.1 55.8 ± 0.3 23.5 ± 1.5 11.2 ± 0.1

Los datos mostrados son promedios por sitio ± error estándar. / Data shown are site averages ± standard error.

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el pH, lo cual muestra que las densidades de

BFN incrementan en los sitios con mayor pH.

En tanto, las densidades de bacterias celulolí-

ticas presentaron correlación negativa y esta-

dísticamente significativa (-0.97; α = 0.05) con

el pH (Tabla 4).

Aislamiento e identificación molecular

de las bacterias: En total se aislaron 108 cepas

de bacterias de la rizosfera de D. pseudofilix-mas,

92 fueron Gram-negativas, y 16 Gram-positi-

vas. El 47 % de morfotipos bacterianos obser-

vados fueron de tipo bacilo, el 28 % cocobacilo,

Tabla 2

Características físicas y químicas del suelo en cada sitio muestreado. / Table 2. Physical and chemical characteristics of the

soil per sampled site.

Sitio C. E. (dS m-1) pH N total (%) M. O. (%) Fósforo (mg kg-1)D. A. (g cm-3)

S1 0.61 5.5 0.33 4.2 33.5 0.95

S2 0.99 5.3 0.53 3.5 44.6 0.81

S3 0.41 5.9 0.50 3.4 44.5 0.84

S4 0.51 6.1 0.50 3.4 66.5 0.82

Tabla 3

Unidades formadoras de colonias (UFC) de microorganismos en la rizosfera de D. pseudofilix-mas en cuatro sitios de estudio.

/ Table 3. Colony-forming units (CFUs) of microorganisms in the rhizosphere of D. pseudofilix-mas at four study sites.

Grupo de microorganismos

(UFC g-1 suelo)

Sitio

1 2 3 4

BT X 10430.1 (±8.7) b 23.0 (±6.0) b 35.6 (±12.8) b 92.3 (±7.7) a

BSF X 104 2.2 (±0.4) ab 2.3 (±0.6) ab 1.6 (±0.6) b 3.2 (±0.1) a

BFN X 1045.4 (±0.4) bc 2.6(±0.1) c 7.4 (±1.1) b 11.8 (±1.6) a

BC X 1047.0 (±1.0) ab 8.5 (±2.3) a 3.3 (±0.7) b 3.5 (±0.6) b

AT X 1034.0 (±0.2) b 19.0 (±0.8) ab 30.0 (±1.0) a 8.0 (±0.2) b

Bacterias totales (BT); Bacterias solubilizadoras de fosfato (BSF); Bacterias fijadoras de nitrógeno (BFN); Bacterias

celulolíticas (BC); Actinobacterias totales (AT). Valores en la misma fila con la misma letra no presentan diferencias

significativas (Tukey, α = 0.05, a > b). Medias n = 4, ±error estándar. / Total bacteria (TB); Phosphate solubilizing bacteria

(PSB); Nitrogen fixing bacteria (NFB); Cellulolytic bacteria (CB); Total actinobacteria (TA). Values in the same row with the

same letter do not show significant differences (Tukey, α = 0.05, a > b). Means n = 4, ±standard error.

Tabla 4

Correlaciones entre el número de microorganismo y las características del suelo en la rizosfera de D. pseudofilix-mas. / Table

4. Correlations between the number of microorganisms and soil characteristics in the rhizosphere of D. pseudofilix-mas.

pH M. O. N P Altitud

BT 0.827 -0.389 0.219 0.909 -0.678

BSF 0.331 -0.134 0.113 0.752 -0.311

BFN 0.962*-0.343 0.105 0.777 -0.678

BC -0.967*-0.478 -0.218 -0.568 0.739

AT 0.062 -0.636 0.633 -0.072 -0.429

Bacterias totales (BT); Bacterias solubilizadoras de fosfato (BSF); Bacterias fijadoras de nitrógeno (BFN); Bacterias

celulolíticas (BC); Actinobacterias totales (AT); M. O. = materia orgánica (%); NT = nitrógeno total (%); P = fósforo (mg

kg-1); K = potasio (mg kg-1). *Correlación significativa α = 0.05. / Total bacteria (TB); Phosphate solubilizing bacteria (PSB);

Nitrogen fixing bacteria (NFB); Cellulolytic bacteria (CB); Total actinobacteria (TA); M. O .= organic matter (%); NT = total

nitrogen (%); P= phosphorus (mg kg-1); K= potassium (mg kg-1). *Significant correlation α = 0.05.

8Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 73: e2025-1731, enero-diciembre 2025 (Publicado Set. 23, 2025)

el 15 % estreptobacilos, el 61 % diplococos,

el 3.2 % estreptococos y el 0.7 % tétradas. Las

cepas bacterianas identificadas se agruparon

en 20 géneros; solo 84 cepas se determinaron

hasta nivel de especie, y 24 hasta género, con

una máxima identidad entre el 99 y 100 %. Con

base a los árboles filogenéticos, se observa que

en la rizosfera de D. pseudofilix-mas los géneros

que predominaron son Pseudomonas y Bacillus.

El primero fue el más numeroso, 59 cepas ais-

ladas pertenecieron a este género, de las cuales

20 corresponden a Pseudomonas jessenii. Por

otra parte, Bacillus, estuvo representado por 10

cepas, principalmente por Bacillus nakamurai

con 7 cepas. En menor cantidad se encontraron

Chryseobacterium, Buttiauxella, Paraburkhol-

deria, Aeromonas, Arthrobacter y Peribacillus.

Para el sitio 1 se identificaron 27 cepas bacte-

rianas distribuidas en 9 géneros (Fig. 1). En el

sitio 2 se identificaron 32 cepas distribuidas en

10 géneros (Fig. 2), para el sitio 3 se identifi-

caron 21 cepas, que se agruparon en 7 géneros

(Fig. 3) y en el sitio 4 se identificaron 28 cepas

distribuidas en 9 géneros (Fig. 4). En todos los

sitios el clado dominante y más numeroso fue

el de Pseudomonas. Los valores del índice de

Fig. 1. Análisis filogenético de las cepas bacterianas identificadas en la rizosfera de D. pseudofilix-mas en el sitio 1. Nombre

y cepa. En negritas se muestran los grupos de referencia incluidos en el análisis. Se utilizó una secuencia de Arqueobacteria

como grupo externo. La barra indica 20 substituciones por grupo. / Fig. 1. Phylogenetic analysis of the bacterial strains

identified from the rhizosphere of D. pseudofilix-mas at site 1. Name and strain. The reference groups included in the analysis

are shown in bold. Archaebacteria was included as an external outgroup. Bar, 20 substitutions per group.

Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075, Vol. 73: e2025-1731, enero-diciembre 2025 (Publicado Set. 23, 2025)

similitud de Sørensen indican bajo recambio

de especies de bacterias rizosfericas en los sitios

2 y 3. En contraste, el sitio 1 y el sitio 4 pre-

sentaron poca similitud (Tabla 5). Los cuatro

sitios compartieron especies de Pseudomonas;

la especie Pseudomonas jessenii estuvo presente

en todos los sitios.

Las 108 cepas evaluadas presentaron acti-

vidades promotoras del crecimiento vegetal.

Los grupos funcionales evaluados fueron: solu-

bilizadores de fosfato, productores de auxinas,

fijadores de nitrógeno y celulolíticos; los cinco

grupos estuvieron presentes en todos los sitios.

En la Fig. 5 se observa que el grupo de fijadores

de nitrógeno es el más abundante, seguido del

grupo de productores de auxinas y solubiliza-

dores de fosfato; mientras que el grupo menos

numeroso fue el de celulolíticos.

Fig. 2. Análisis filogenético de las cepas bacterianas identificadas en la rizosfera de D. pseudofilix-mas en el sitio 2. Nombre

cepa. En negritas se muestran los grupos de referencia incluidos en el análisis. Se utilizó una secuencia de Arqueobacteria

como grupo externo. La barra indica 20 substituciones por grupo. / Fig. 2. Phylogenetic analysis of the bacterial strains

identified from the rhizosphere of D. pseudofilix-mas at site 2. Name and strain. The reference groups included in the analysis

are shown in bold. Archaebacteria was included as an external outgroup. Bar, 20 substitutions per group.

Tabla 5

Valores del índice de similitud de Sørensen de la comunidad

de rizobacterias entre los cuatro sitios de muestreo. /

Table 5. Values of the Sørensen similarity index of the

rhizobacterial community between the four sampling sites.

Sitios Sitio 1 Sitio 2 Sitio 3 Sitio 4

Sitio 1 1 0.21 0.22 0.15

Sitio 2 0.21 1 0.50 0.22

Sitio 3 0.22 0.50 1 0.33

Sitio 4 0.15 0.22 0.33 1

10 Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 73: e2025-1731, enero-diciembre 2025 (Publicado Set. 23, 2025)

DISCUSIÓN

Los valores de temperatura del suelo (°C),

humedad relativa y del suelo (%) fueron simila-

res en los 4 sitios, lo que sugiere que las condi-

ciones climáticas son parecidas a lo largo de la

cañada. Estudios florísticos señalan que en las

cañadas se forman condiciones microclimáticas

que se mantienen a lo largo de éstas (Cabrera-

Luna & Gómez-Sánchez, 2005). Aun cuando

el sitio 4 recibió más del doble de radiación

fotosintéticamente activa que los otros sitios,

en general esta radiación en los cuatro sitios de

muestreo fue baja (31.8 a 141.3 µmol m-2 s-1).

El sitio 4 se ubicó en el extremo de la cañada

donde el bosque es menos denso y recibe un

poco más de radiación solar. La intensidad

lumínica tiene efectos en la temperatura del

suelo (Hill et al., 2022), sin embargo, en este

caso la temperatura del suelo fue similar y baja

en los 4 sitios, variando solo de 10.5 a 11.2 oC,

lo cual indica que los sitios reciben poca luz.

El suelo fue ácido a ligeramente ácido

(5.3 a 6.1), con alto contenido de fósforo (33.5

Fig. 3. Análisis filogenético de las cepas bacterianas identificadas en la rizosfera de D. pseudofilix-mas en el sitio 3. Nombre

y cepa. En negritas se muestran los grupos de referencia incluidos en el análisis. Se utilizó una secuencia de Arqueobacteria

como grupo externo. La barra indica 20 substituciones por grupo. / Fig. 3. Phylogenetic analysis of the bacterial strains

identified from the rhizosphere of D. pseudofilix-mas at site 3. Name and strain. The reference groups included in the analysis

are shown in bold. Archaebacteria was included as an external outgroup. Bar, 20 substitutions per group.

Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075, Vol. 73: e2025-1731, enero-diciembre 2025 (Publicado Set. 23, 2025)

a 66.5 mg kg-1), nitrógeno (0.33 a 0.53 %) y

contenido moderado de materia orgánica (3.4

a 4.2 %) (Rodríguez & Rodríguez, 2015). Estos

valores son más elevados respecto a los citados

previamente en el Monte Tláloc los cuales fluc-

túan de 3 a 22.9 mg kg-1 (Aldrete, 2008; Galván-

Tejada et al., 2014; Martínez-Rojas, 2015). La

diferencia posiblemente se debe a que en este

caso se trata de una cañada, en la cual, por efec-

to de la erosión, escorrentía y lluvias se presenta

un acarreo y deposición de partículas del suelo,

así como de materia orgánica; en consecuen-

cia, hay una mayor capacidad de retención de

recursos (Rodríguez et al., 2008).

Las poblaciones de bacterias totales obser-

vadas en la rizosfera de D. pseudofilix-mas

fueron de 23 x 104 a 92.3 x 104 UFC g-1 de

suelo, las cuales son relativamente bajas. En

otras especies de plantas, incluyendo helechos,

la población de bacterias puede ser de más de

Fig. 4. Análisis filogenético de las cepas bacterianas identificadas en la rizosfera de D. pseudofilix-mas en el sitio 4. Nombre

y cepa. En negritas se muestran los grupos de referencia incluidos en el análisis. Se utilizó una secuencia de Arqueobacteria

como grupo externo. La barra indica 20 substituciones por grupo. / Fig. 4. Phylogenetic analysis of the bacterial strains

identified from the rhizosphere of D. pseudofilix-mas at site 4. Name and strain. The reference groups included in the analysis

are shown in bold. Archaebacteria was included as an external outgroup. Bar, 20 substitutions per group.

12 Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 73: e2025-1731, enero-diciembre 2025 (Publicado Set. 23, 2025)

107 UFC g-1 (Anderson, 2009; Liu et al., 2021).

Posiblemente, esta diferencia se debe a que la

composición de las poblaciones bacterianas en

la rizosfera está en función tanto de las especies

de plantas, así como de las propiedades físicas y

químicas del suelo (Ling et al., 2022).

Las características del suelo influyeron en

las poblaciones de bacterias evaluadas, pues se

observó que la población de BT presentó una

correlación positiva con el pH y fósforo; las

BSP una correlación positiva con el fósforo, las

BFN una correlación positiva con el pH, y las

bacterias celulolíticas presentaron correlación

negativa con el pH. Se ha observado que la

abundancia y composición de las comunidades

microbianas en la rizosfera están en función de

la especie vegetal, y las propiedades del suelo

como: la humedad, la temperatura, el pH,

contenido de nitrógeno y fósforo (Chaluvadi

& Bennetzen, 2018; Mitter et al., 2013). Un

pH ácido afecta negativamente el crecimiento

de bacterias e inhibe su actividad y las condi-

ciones alcalinas pueden provocar su muerte,

mientras que un pH cercano a la neutralidad

favorece el crecimiento bacteriano (Ratzke &

Core, 2018). En el caso de BFN, se ha obser-

vado que el crecimiento de las bacterias y las

tasas de fijación de nitrógeno disminuyen en un

suelo con pH ácido (Navarro-Noya et al., 2016;

Smercina et al., 2019).

La disponibilidad de recursos induce un

recambio en las comunidades bacterianas, este

cambio está asociado a las capacidades enzi-

máticas de los diferentes grupos bacterianos

(Lauber et al., 2009). La celulosa es el polisa-

cárido más abundante en la biomasa vegetal,

y algunos microorganismos son capaces de

liberar enzimas para degradar este polímero;

su actividad y plegamiento varia a medida que

cambia el pH (Kshitipati et al., 2024). En este

estudio, la comunidad de bacterias celulolíticas

tienen una correlación negativa con el pH,

posiblemente las enzimas producidas por este

grupo de bacterias presentan mejor actividad

cuando el pH es bajo.

Las cepas de bacterias aisladas en su mayo-

ría fueron Gram-negativas (85 %), lo cual es

consistente con estudios enfocados en la diver-

sidad microbiana del suelo donde citan que en

la rizosfera existen numerosas cepas Gram-

negativas, entre las cuales destacan los géneros

Azospirillum, Azotobacter, Pseudomonas, Rhi-

zobium, Nitrosomonas, Nitrobacter, Pantoea y

Agrobacterium (Moreno et al., 2018).

En el presente trabajo, las especies del

género Pseudomonas y Bacillus en la rizósfera

Fig. 5. Porcentaje de grupos bacterianos con diferentes funciones, aislados de la rizosfera de D. pseudofilix-mas en cada sitio

muestreado. / Fig. 5. Bacterial group percentages with different functions, isolated from the rhizosphere of D. pseudofilix-mas

per sampled site.

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de D. pseudofilix-mas fueron las que domina-

ron, lo cual es consistente con lo reportado en

la literatura, que señala que estos géneros son

las más comunes en ecosistemas terrestres; su

abundancia y persistencia se debe a su versa-

tilidad metabólica que les permite competir

y colonizar la rizosfera en diversos ambientes

(Giri et al., 2005; Zboralski & Filion, 2020).

No obstante, Pseudomonas jesenii y Bacillus

nakamurai estuvieron presentes en la mayoría

de los sitios, posiblemente este helecho provee

los exudados radicales necesarios para el desa-

rrollo de estas especies, pues se conoce que la

cantidad y tipo de exudados liberados por la

raíz, ejercen un efecto selectivo sobre las rizo-

bacterias que viven ahí (Glick, 2020).

Los valores del índice de similitud de

Sørensen indican que en los sitios 2 y 3 existe

un bajo recambio de especies de bacterias.

En contraste, el sitio1 y el sitio 4 presentaron

baja similitud. Los cuatro sitios comparten

especies de Pseudomonas y Bacillus; la especie

Pseudomonas jessenii estuvo presente en todos

los sitios, mientras que Bacillus nakamurai se

registró en el sitio 1, 2 y 3. Se ha observado una

tendencia similar en la rizosfera de diferentes

especies de helechos; en Pteridium aquilinum

la especie común en los sitios de estudio fue

Pseudomonas marginalis (Watrud et al., 2003).

Las especies Bacillus subtilis, B. licheniformis y

B. amyloliqueifaciens estuvieron presentes en

todos los individuos muestreados de Prone-

phrium nudatum (= Abacopteris nudata(Roxb.)

S. E. Fawc. & A. R. Sm.) y Bolbitis heteroclita

(Sen et al., 2018).

En el presente estudio se encontró que la

rizosfera de D. pseudofilix-mas alberga diferen-

tes géneros de bacterias que tienen más de una

actividad de promoción de crecimiento. En el

caso del género Pseudomonas (72 cepas anali-

zadas), el 79 % mostró la capacidad de producir

auxinas, solubilizar fosfato y fijar nitrógeno, el

8 % tuvieron la capacidad de solubilizar fos-

fato y fijar nitrógeno; y el 7 % se caracterizó

por producir auxinas y fijar nitrógeno. Solo

el 4 % tuvo la capacidad de producir auxinas,

solubilizar fosfato, fijar nitrógeno y degradar

celulosa, estas cepas son: Pseudomonas fragi

P9, 1; Pseudomonas sp. P5, 4 y Pseudomonas

corrugata P1, 3.

El género Pseudomonas es uno de los gru-

pos de bacterias más diversos y ecológicamente

significativos, su distribución en el suelo es

importante en la promoción del crecimiento

de las plantas y el control de patógenos (Sah &

Singh, 2016). En su interacción con helechos,

P. nitroredunces altera la determinación del

sexo y desarrollo de rizoides en el gametofito

de Ceratopteris richardii (Ganger et al., 2019).

En este estudio, Pseudomonas jessenii presentó

la capacidad de producir auxinas, solubilizar

fosfato y fijar nitrógeno. Se ha citado que la

especie confiere protección a su planta hospe-

dante contra una serie de patógenos del suelo

(Qin et al., 2016).

La cepa Pseudomonas corrugata P1, 3 se

caracterizó por solubilizar fosfato, producir

auxinas y fijar nitrógeno, en la literatura se

ha descrito como patógeno oportunista; no

obstante, también se ha demostrado su eficacia

para inhibir crecimiento de hongos y bacterias

fitopatógenas, y tener capacidad de producir

auxinas (Palleroni, 2015). La especie P. l au r y l -

sulfatiphila en este trabajo presentó la capaci-

dad de producir auxinas y solubilizar fosfato, lo

cual coincide con estudios previos que la des-

criben por su capacidad de solubilizar fosfato y

favorecer la biomasa en las plantas hospedantes

(López-Hernández et al., 2022).

Otras especies encontradas en la rizosfera

de D. pseudofilix-mas fueron: Bacillus naka-

murai, presente en tres sitios y que presentó la

capacidad de producir auxinas y fijar nitrógeno;

Oerskovia enterophila, aislada en dos sitios,

la cual tiene capacidad de producir auxinas y

degradar celulosa y Arthrobacter oryzae, aislada

en un sitio y fija nitrógeno. Jag et al. (2017)

señala que O. enterophila degrada quitina y en

su fase estacionaria adopta forma de cocoides.

Con respecto a A. oryzae también se ha citado

como promotora de crecimiento vegetal y tole-

rante a sequía, las bacterias de esta especie se

caracterizan por presentar crecimiento lento y

son ligeramente móviles (Benmrid et al., 2024).

También se aislaron cepas pertenecien-

tes a las especies de Aeromonas aquatica, A.

14 Revista de Biología Tropical, ISSN: 2215-2075 Vol. 73: e2025-1731, enero-diciembre 2025 (Publicado Set. 23, 2025)

encheleia, Chryseobacterium shigense, C. vis-

cerum y C. vrystaatense, que presentaron la

capacidad de producir auxinas y fijar nitrógeno.

El género Chryseobacterium se considera un

grupo importante asociado a plantas debido a

que las especies exhiben actividades promoto-

ras del crecimiento vegetal (Montero-Calasanz

et al., 2014). El género Aeromonas se ha encon-

trado asociado al helecho acuático Azolla filicu-

loides (Quisehuatl-Tepexicuapan et al., 2016).

Dryopteris pseudofilix-mas (Fée) Rothm.

que se distribuye en el Monte Tláloc, crece en

suelos ácidos a ligeramente ácidos, con alto

contenido de N y P, contenido moderado de

M.O. y una conductividad eléctrica menor a

1. Las características del suelo como el pH y el

contenido de fósforo influyeron en las pobla-

ciones microbianas evaluadas.

La caracterización de las cepas bacterianas

aisladas de la rizosfera muestra que la población

de los cuatro sitios, está dominada principal-

mente por dos clados: Pseudomonas y Baci-

llus. Las cepas pertenecientes a las especies de

Pseudomonas jessenii y Bacillus nakamurai son

recurrentes en la rizosfera de esta planta, estas

bacterias pueden ser un grupo común asociado

a D. pseudofilix-mas, ya que estuvieron presen-

tes en todos los sitios de muestreo.

La rizosfera de D. pseudofilix-mas alber-

ga diversos grupos de bacterias funcionales

que potencialmente pueden dirigirse a una

biotecnología para la restauración ecológica o

para fines agrícolas. En su mayoría, las cepas

bacterianas analizadas presentaron más de una

actividad de promoción del crecimiento. Sin

embargo, es necesario realizar pruebas en dis-

tintas especies de plantas para confirmar los

efectos de las cepas en el crecimiento vegetal.

D. pseudofilix-mas es un reservorio de bacterias

con diferentes funciones que probablemente

ejercen un efecto benéfico sobre la planta.

Declaración de ética: Los autores declaran

que todos están de acuerdo con esta publica-

ción y que han hecho aportes que justifican

su autoría; que no hay conflicto de interés de

ningún tipo; y que han cumplido con todos

los requisitos y procedimientos éticos y legales

pertinentes. Todas las fuentes de financiamien-

to se detallan plena y claramente en la sección

de agradecimientos. El respectivo documento

legal firmado se encuentra en los archivos de

la revista.

AGRADECIMIENTOS

Se agradece al Consejo Nacional de Cien-

cia y Tecnología por la beca otorgada para reali-

zar mis estudios de doctorado. A Hilda Victoria

Silva Rojas por facilitar el acceso al laboratorio

que dirige, para llevar a cabo el análisis de

ADN. A Genaro Pineda y Margarito Pineda por

el apoyo en el trabajo de campo.

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